Microbiota intestinal como diana y protección frente a la toxicidad por micotoxinas

Las micotoxinas son metabolitos secundarios tóxicos producidos por hongos que contaminan los alimentos y los piensos, planteando riesgos para la salud de las personas y los animales.

La microbiota intestinal desempeña un papel crucial en el metabolismo de las micotoxinas ingeridas mediante procesos de biotransformación. A la inversa, las micotoxinas pueden alterar significativamente la composición y diversidad de la microbiota intestinal, lo que a menudo conduce a disbiosis.

Esta revisión examina cómo diferentes micotoxinas, incluidas las aflatoxinas, ocratoxinas, tricotecenos y zearalenona, interactúan con la microbiota intestinal en varios modelos animales.

Se analiza la capacidad de determinados microorganismos intestinales de degradar y detoxificar las micotoxinas, así como los efectos perturbadores de las micotoxinas en las comunidades microbianas.

⇰ Comprender estas interacciones es crucial para desarrollar estrategias que mitiguen la toxicidad de las micotoxinas y mantengan la salud intestinal.

La revisión subraya la necesidad de seguir investigando para dilucidar los mecanismos específicos de las interacciones micotoxinas-microbiota y explorar posibles intervenciones para potenciar el papel protector de la microbiota intestinal frente a las micotoxinas.

Este enfoque integrado puede contribuir a mejorar la seguridad alimentaria, la salud animal y el bienestar humano frente a los desafíos de las micotoxinas.

Micotoxinas, microbioma y microbiota

Las micotoxinas son metabolitos secundarios tóxicos producidos por hongos filamentosos o mohos que infectan un gran número de alimentos para animales en todo el mundo.

Se han identificado más de 400 micotoxinas (Ji, Fan et al., 2016) y las más detectadas son:

• ⇰ Aflatoxinas (AFs)
  ⇰ Ocratoxina A (OTA)
• ⇰ Patulina (PAT)
• ⇰ Fumonisinas (FUM)
• ⇰ Citrinina (CIT)
• ⇰ Alcaloides ergóticos
• ⇰ Tricotecenos: deoxinivalenol (DON) y toxina T-2
• ⇰ Zearalenona (ZEN)

(Anfossi, Giovannoli et al., 2016)

Las micotoxinas son producidas por cepas fúngicas que pertenecen principalmente a los géneros Aspergillus, Fusarium, Penicillium, Claviceps o Alternaria (Edite Bezerra da Rocha, Freire et al., 2014) y contaminan muchos cultivos, como el maíz, el arroz, los frutos secos, el trigo, la soja y el sorgo, durante diferentes etapas de la cosecha y el procesamiento de los alimentos (Conte, Fontanelli et al., 2020).

Se informó de que el 25 % o más de los cultivos agrícolas de todo el mundo estaban contaminados con micotoxinas (Eskola, Kos et al., 2020).

La contaminación de los alimentos con micotoxinas reduce su valor nutricional y su calidad, lo que provoca efectos adversos para la salud y supone una amenaza para la salud humana, animal y de los peces (da Rocha, Freire et al., 2014, Gonçalves, Naehrer et al., 2018, Omotayo, Omotayo et al., 2019, Puri, Shingh et al., 2019, Koletsi, Schrama et al., 2021).

El término microbioma se refiere al conjunto de todos los genomas de los microorganismos presentes en un entorno específico.

Todos los seres vivos, incluidos los seres humanos, los animales y las plantas, tienen microbiomas. El microbioma puede ser de un organismo entero o de un lugar concreto del organismo.

Cada organismo tiene su propio microbioma individual y existen enormes variaciones en los microbiomas de los distintos individuos.

Además, los órganos de un mismo organismo pueden tener su propio microbioma específico, como en la piel, los pulmones y el tracto gastrointestinal (Consortium, 2012).

El término microbiota puede definirse como una comunidad de microorganismos que viven en el interior de un huésped y lo benefician mediante la realización de funciones y procesos biológicos esenciales.

La microbiota puede estar presente en muchos órganos de humanos y animales, como el intestino, la cavidad oral, el tracto vaginal, los ojos y la piel (del Castillo, Valladares-García et al., 2018).

La interrelación entre las micotoxinas y la microbiota intestinal

La microbiota intestinal representa un conjunto de microorganismos que incluye bacterias, virus y hongos que se albergan dentro del tracto gastrointestinal de los organismos vivos (Liew y Mohd-Redzwan 2018).

Desempeña un papel vital en el mantenimiento de la salud del hospedador y en la regulación de diversas funciones fisiológicas, no solo en el tracto gastrointestinal, sino también en otros órganos, así como en el sistema inmunitario (Sekirov, Russell et al., 2010).

Entre estas funciones, pueden:

• Modular la barrera epitelial intestinal
• Responder a la inflamación
• Sintetizar vitaminas
• Fermentar las fibras alimentarias
• Proporcionan protección contra la colonización de patógenos

(Maslowski y Mackay 2011, Kogut y Arsenault 2016)

En los seres humanos, el tracto gastrointestinal contiene la microbiota más abundante y está compuesta por bacterias aerobias y anaerobias, arqueas, eucariotas y virus.

En los adultos, la microbiota intestinal está formada por más de 1.000 especies bacterianas diferentes, como Bifidobacterium, Eubacterium, Clostridium, Peptococcus, Peptostreptococcus, Fermicutes y Ruminococcus, Escherichia, Enterobacter, Enterococcus, Klebsiella, Lactobacillus, Proteus, proteobacterias, Verrucomicrobia, Fusobacterias, Cianobacterias y Actinobacterias.

La microbiota del colon tiene una elevada concentración de especies bacterianas anaerobias que contribuyen a la absorción, la maduración del moco, la conservación de la energía y el metabolismo de los lípidos, las proteínas y las fibras.

En los rumiantes, la microbiota intestinal participa en la fermentación de los alimentos, contribuyendo al 70 % de su demanda diaria de energía mediante la fermentación de sustratos dietéticos no digeridos (Yeoman y White, 2014).

La microbiota intestinal de los rumiantes incluye Proteobacteria, Bacteroidetes, Firmicutes, Actinobacteria, Fusobacteria, Spirochaetes, Fibrobacteres, Tenericutes, Elusimicrobia y Lentisphaerae.

Entre ellos, Proteobacteria es el más predominante seguido de Bacteroidetes y Firmicutes en los animales recién nacidos, mientras que, en los adultos, Proteobacteria suele ser sustituido por Bacteroidetes como filo más predominante (Zhang, Choi et al., 2021).

En los pollos, Bacteroidaceae, Ruminococcaceae, Lachnospiraceae y Clostridiaceae son las cepas bacterianas dominantes en el intestino del pollo y representan la mayor abundancia en el ciego (Oakley, Lillehoj et al., 2014).

Existe una relación bidireccional entre las micotoxinas y la microbiota intestinal.

Las micotoxinas se encuentran en los alimentos y piensos en dos formas: en forma libre y en forma modificada (enmascarada).

Las micotoxinas modificadas se forman por conjugación de la forma libre con sustancias polares de la planta o el hongo (Chain 2014).

Tras la ingestión de alimentos contaminados, la microbiota intestinal puede convertir las micotoxinas modificadas en su forma original o libre (Guerre, 2020) en un proceso denominado desconjugación microbiana intestinal.

Esto suele conducir a la liberación de sus formas parentales, que pueden inducir toxicidad (Payros, Alassane-Kpembi et al., 2016).

La toxicidad inducida por micotoxinas se produce principalmente a través de la ingestión de alimentos contaminados, por lo que el tracto gastrointestinal (TGI) se considera el primer objetivo de las micotoxinas. Sin embargo, también es la primera barrera fisiológica contra ellas (Alassane-Kpembi, Pinton et al., 2019).

Las interacciones químico-microbianas pueden clasificarse en dos clases:

• ⇰ Modulación de la toxicidad por el microbioma (MMT)
• ⇰ Modulación tóxica del microbioma (TMM)

(Koontz et al., 2019)

Degradación de micotoxinas por la microbiota intestinal (modulación de la toxicidad por el microbioma, MMT)

La microbiota intestinal, que incluye bacterias, virus y hongos, puede actuar como un “órgano microbiano” que desempeña un papel vital en el metabolismo de las micotoxinas ingeridas por vía oral (Lyte 2010, Grenier y Applegate 2013).

Se han aislado varias cepas microbianas con capacidad para metabolizar micotoxinas en animales y en el intestino humano (He, Young et al., 1992, Guan, He et al., 2009).

La biotransformación de micotoxinas por la microbiota depende de:

• Las cepas microbianas activas
• Las estructuras químicas de las micotoxinas

(Loi, Fanelli et al., 2017)

MMT de aflatoxinas

Las aflatoxinas (AF), producidas principalmente por Aspergillus flavus y Aspergillus parasiticus, tienen propiedades hepatotóxicas, teratogénicas, mutagénicas (Kucukcakan y Hayrulai-Musliu 2015, Rieswijk, Claessen et al., 2016, Rotimi, Rotimi et al., 2017), e inmunosupresoras (Gong, Watson et al., 2016, Mohsenzadeh, Hedayati et al., 2016, Gao, Wang et al., 2023).

En función de su fluorescencia azul o verde bajo luz ultravioleta, las principales aflatoxinas conocidas son B1, B2, G1 y G2 (Dhanasekaran, Shanmugapriya et al., 2011).

La aflatoxina B1 (AFB1), la más comúnmente detectada en la alimentación humana y animal (Negash 2018), es uno de los hepatocarcinógenos más potentes y uno de los principales contribuyentes a la aparición de hepatocarcinoma (HCC) en todo el mundo (Kew 2013).

Durante la biotransformación y el metabolismo de las aflatoxinas en seres humanos y animales se forman otros tipos de aflatoxinas, como P1, Q1, B2A y G2A (Doi, Patterson et al., 2002).

La aflatoxina M1 es una forma hidroxilada de la aflatoxina B1 que se forma en tejidos y fluidos animales como metabolito de la AFB1 (Neal, Eaton et al., 1998).

Además, la aflatoxina M2 se forma en la leche de vacuno como metabolito de la aflatoxina B2 (Dhanasekaran, Shanmugapriya et al., 2011).

Los anillos furofurano y lactona son los dos principales componentes estructurales tóxicos de las aflatoxinas (Mishra y Das 2003).

La detoxificación de las aflatoxinas suele implicar la escisión del anillo difurano, lo que puede disminuir sus propiedades mutagénicas (LIU, Liang et al., 1998, Cao, Liu et al., 2011).

Se ha investigado la degradación de las aflatoxinas por la microbiota intestinal.

Sin embargo, los estudios sobre cepas aisladas directamente del intestino de los animales que muestran capacidades de degradación de aflatoxinas siguen siendo infrecuentes, a pesar de que la mayoría del microbioma intestinal es anaeróbico y, teóricamente, las condiciones anaeróbicas pueden estimular diferentes tipos de reacciones que ayudan a la detoxificación de micotoxinas (Adebo, Njobeh et al., 2017).

Además, las condiciones anaeróbicas también pueden dar lugar posiblemente al aislamiento de diferentes cepas del microbioma intestinal que tienen la capacidad de degradar y detoxificar la AFB1 (Jin, Beekmann et al., 2021).

Se ha observado que varias cepas bacterianas aisladas de suelos y alimentos son capaces de degradar las aflatoxinas (Adebo, Njobeh et al., 2017).

⇰ Estas cepas se aislaron en condiciones aeróbicas y se incubaron con aflatoxinas para investigar su capacidad y nivel de degradación.

• Dieciséis aislados microbianos de diversas muestras fecales animales a una concentración final del 20 % en medio de incubación fueron capaces de reducir el nivel de AFB1 (100 ppb) en más del 50 % tras 72 h de incubación a 37 °C, siendo la bacteria Stenotrophomonas maltophilia 35-3, aislada de heces de tapir sudamericano, la más eficaz entre todos los aislados con una reducción del 78,7 % de los niveles de AFB1 tras 72 h de incubación a 37 °C (Guan, Ji et al., 2008).
• Se recogieron un total de 139 muestras de intestinos de animales, alimentos fermentados y suelos y se descubrió que el Bacillus subtilis ANSB060 aislado del intestino de pescado era capaz de degradar 100 ng/mL de AFB1, AFM1 y AFG1 en un 81,5 %, 60,0 % y 80,7 % tras 24 h de incubación a 37 °C, respectivamente (Gao, Ma et al., 2011).

• Escherichia coli CG1061 aislada del ciego de pollo, fue capaz de degradar el 93,7 % de AFB1 (2,5 μg/mL) después de 72 h de incubación a 37 °C (Wang, Wu et al., 2019).
• Bacillus licheniformis CFR1, aislado de heces de gamo (Dama dama), fue capaz de degradar el 94,7 % de AFB1 (500 ng/mL) en medios de cultivo líquidos en 72 h (Rao, Vipin et al., 2017).
• Myxococcus fulvus ANSM068 aislado de heces de ciervo, fue capaz de degradar la AFB1 en un 80,7 % en medio líquido VY/2 tras incubación a 30 °C durante 72 h (Guan, Zhao et al., 2010).

MMT de ocratoxinas

Las ocratoxinas se clasifican en ocratoxina A (OTA), producida por Aspergillus ochraceus, y ocratoxina A, B y C, producida por otras especies de Aspergillus y Penicillium (Marroquín-Cardona, Johnson et al., 2014).

Entre ellas, la OTA se detecta predominantemente en alimentos y piensos, y es la forma más tóxica que presenta un gran riesgo para la salud humana y animal.

Es principalmente nefrotóxica y se considera la posible causa de la nefropatía endémica balcánica humana (BEN) (Stiborová, Arlt et al., 2016), la nefropatía intersticial crónica (CIN) (Hassen, Abid et al., 2004) y la nefropatía endémica porcina en cerdos (Jørgensen y Petersen 2002).

Además, la OTA tiene propiedades mutagénicas, teratogénicas, neurotóxicas, hepatotóxicas e inmunotóxicas (Abrunhosa, Paterson et al., 2010).

También se ha clasificado como posible carcinógeno humano del Grupo 2B (Marroquín-Cardona, Johnson et al., 2014).

Los rumiantes y los roedores se consideran resistentes a la OTA porque su microbiota intestinal tiene la capacidad de producir la enzima carboxipeptidasa que puede escindir el enlace peptídico y formar OTα que es menos tóxica (Abrunhosa, Santos et al., 2006).

Varios estudios han investigado la degradación de la OTA por la microbiota intestinal. Por ejemplo:

• Un estudio temprano se centró en el contenido de los cuatro estómagos de la vaca incubados con ocratoxina A a 37 °C y encontró de que el rumen, retículo y omaso eran capaces de degradar y convertir la OTA en Otα no tóxica (Hult, Teiling et al., 1976).
• La ocratoxina A se degradó en Otα y fenilalanina tras la incubación con fluido ruminal intacto y fracciones de protozoos y bacterias del rumen de ovejas y vacas, siendo los protozoos más activos que las bacterias (Kiessling, Pettersson et al., 1984).
• La ocratoxina A se degradó a Otα y fenilalanina cuando se incubó anaeróbicamente con fluido ruminal de vaca (Müller, Lerch et al., 1998).

• La digesta del ciego y del intestino grueso de las ratas fue capaz de hidrolizar la OA en Otα (Madhyastha, Marquardt et al., 1992).
• Dos cepas bacterianas degradadoras de OTA aisladas del fluido ruminal, cuatro cultivos puros obtenidos del intestino porcino y un elevado número de cepas bacterianas aerobias aisladas del suelo fueron capaces de degradar la ocratoxina A (Schatzmayr, Heidler et al., 2002).
• El contenido intestinal aislado de cerdos fue capaz de degradar la OTA cuando se incubó con 100 ppb de OTA y durante 6 y 12 h a 39 °C y se encontró que el 20% de la OTA fue detoxificada, con Eubacterium biforme degradando más del 75 % de la OTA en medio líquido (Upadhaya, Song et al., 2012).

MMT de tricotecenos

Los tricotecenos son producidos por varios géneros de hongos, como Fusarium, Microcyclospora, Myrothecium, Peltaster, Spicellum, Stachybotrys, Trichoderma y Trichothecium (Proctor, McCormick et al., 2018).

Existen más de 150 toxinas pertenecientes al grupo de los tricotecenos, entre las que se incluyen el deoxinivalenol (DON), el nivalenol (NIV), la toxina T-2, la toxina HT-2 y el diacetoxiscirpenol (DAS) (Yang, Wang et al., 2015).

Entre ellos, DON es el contaminante más prevalente en la alimentación animal y humana (Payros, Dobrindt et al., 2017, Wang, Zhang et al., 2019). Además de DON, los granos de cereales y los piensos a menudo están cocontaminados con formas modificadas de DON, incluyendo:

• ⇰ 3-acetildeoxinivalenol (3-Ac-DON)
• ⇰ 15-acetildeoxinivalenol (15-Ac-DON)
• ⇰ Deoxinivalenol-3-β-d-glucopiranósido (D3G)

Las formas modificadas de DON pueden ser deconjugadas a DON por la microbiota intestinal en diferentes especies huésped como vacas, cerdos y pollos, causando una mayor exposición al DON (Payros, Alassane-Kpembi et al., 2016).

Las manifestaciones clínicas tras una exposición aguda al DON en humanos y animales suelen implicar efectos adversos en el TGI, como náuseas, vómitos, malestar gastrointestinal, mareos, diarrea y dolor de cabeza (Pestka 2010, Pinton, Tsybulskyy et al., 2012).

Puede causar pérdida de peso y rechazo del alimento cuando es ingerida por cerdos y otros animales en pequeñas dosis (vomitoxina o factor de rechazo alimentario) (da Rocha, Freire et al., 2014).

El DON puede causar lesiones patológicas intestinales en humanos y animales, incluyendo lesiones, alteraciones de la proliferación y diferenciación celular, y perturbación de la función de barrera (Payros, Alassane-Kpembi et al., 2016).

Además de la toxicidad gastrointestinal, el DON puede causar inmunotoxicidad (Liao, Peng et al., 2018), hematotoxicidad (Parent-Massin 2004) y neurotoxicidad (Zhang, You et al., 2020).

Se ha descrito que las formas acetiladas modificadas de DON inducen toxicidad intestinal e inmunitaria (Pinton, Tsybulskyy et al., 2012), especialmente el 15-Ac-DON, que se ha descrito como más tóxico que el DON y el 3-Ac-DON.

De acuerdo con su potencia para causar efectos tóxicos en explantes yeyunales de cerdos expuestos a DON durante un corto período de tiempo, DON y sus formas modificadas se clasificaron en el siguiente orden: 3-Ac-DON = DON < 15-Ac-DON (Pinton, Tsybulskyy et al., 2012).

Se reportó que las formas acetiladas de DON producen IL-8 en células humanas Caco-2 y se encontró que su potencia de toxicidad era la siguiente: 3-Ac-DON < DON <15-Ac-DON (Kadota, Furusawa et al., 2013).

Varios estudios han señalado cepas bacterianas y microbiomas intestinales aislados de muestras fecales animales y humanas, capaces de transformar DON y DON modificado.

• La microbiota del fluido ruminal transformó DON y 3-Ac-DON en DOM-1 a niveles de degradación del 89 % en 24 horas y del 100 % en 48 horas (King, McQueen et al., 1984).
• El DON fue transformado bajo condiciones anaeróbicas a DOM-1 (25 mg/L, 48 h) por la Eubacteria BBSH 797 encontrada en el fluido ruminal (Fuchs, Binder et al., 2002).
• La microbiota y los cultivos puros de aislados microbianos de intestino de pollo se encontró capaz de degradar 3-Ac-DON, 15-Ac-DON, y DON por deepoxidación y/o desacetilación (Young, Zhou et al., 2007).

• El DON fue transformado por la microbiota intestinal de los pollos mediante oxidación profunda en condiciones anaeróbicas en DOM-1 al 99 % tras 72 horas (He, Young et al., 1992).
• En un estudio más reciente, el contenido del intestino ciego de pollo fue capaz de transformar completamente el DON en DOM-1 a través de la deepoxidación después de la incubación anaeróbica in vitro durante 24 h, mientras que la microbiota duodenal fue capaz de lograr el 100 % de desacetilación de 3-Ac-DON dentro de 24h (Jin, Fall et al., 2021).
• La microbiota del intestino del cerdo transformó el DON en condiciones anaeróbicas en DOM-1 en un 99 % tras 24 horas (Kollarczik, Gareis et al., 1994).

MMT de zearalenona

La ZEN es un compuesto estrogénico no esteroideo sintetizado principalmente por Fusarium graminearum y por otros géneros de Fusarium, incluidos Fusarium culmorum y Fusarium cerealis (De Boevre, Di Mavungu et al., 2012, Taheur, Fedhila et al., 2017).

La zearalenona tiene propiedades genotóxicas (Taranu, Braicu et al., 2015, Braicu, Cojocneanu-Petric et al., 2016), inmunotóxicas (Hueza, Raspantini et al., 2014, Assumaidaee, Ali et al., 2020), teratogénicas, carcinogénicas (Abassi, Ayed-Boussema et al., 2016), hematotóxicas y hepatotóxicas (Bai, Sun et al., 2018), pero su toxicidad para humanos y animales surge principalmente de sus actividades xenosteroides.

La estructura química de la ZEN es similar a la del estrógeno natural, el 17β-estradiol.

⇰ Por tanto, la ZEN y sus análogos pueden activar los receptores de estrógeno o competir con sus receptores, dando lugar a efectos estrogénicos o antiestrogénicos (Wang, Zheng et al., 2014, Kowalska, Habrowska-Górczyńska et al., 2016).

Además, ejerce su acción actuando como compuesto alterador endocrino (EDC) (Rogowska, Pomastowski et al., 2019).

Tras su ingestión por humanos y animales, la ZEN es metabolizada por la microbiota intestinal en sus análogos α- y β-zearalenol (α-ZEL, β-ZEL) y, en menor medida, en α- y β-zearalanol (α-ZAL, β-ZAL).

Tras la absorción, las células intestinales y hepáticas metabolizan la ZEN y sus análogos en conjugados glucurónidos.

Varios estudios han revelado microbiomas intestinales de humanos y animales que pueden actuar sobre el ZEN y sus análogos.

• Lactobacillus mucosae lm4208 aislado del rumen degradaron el 69 % de 10 μg/mL de ZEN tras 24h de cultivo, pero no se observaron productos de degradación. Los autores especularon que la reducción del ZEN se debía a su adsorción a puntos de la superficie celular (Long Miao, Li Peng et al., 2012).
• La cepa bacteriana Pseudomonas otitidis TH-N1 del rumen de vaca degradó ZEN como única fuente de carbono y energía con un 69 % de conversión a 2 μg/mL de ZEN tras 168 h de incubación (Tan, Zhang et al., 2015).

• La cepa Lysinibacillus sp. aislada de la digesta gastrointestinal de pollo fue capaz de eliminar ZEN en medio Luria-Bertani a 32 μg/ mL en 48 h (Wang, Yang et al., 2018).
• Más del 90 % de la zearalenona se degradó a α- y β-zearalenol tras la incubación con líquido ruminal intacto y fracciones de protozoos y bacterias del rumen de bovinos y ovinos (Kiessling, Pettersson et al., 1984).
• La ZEN fue degradada en condiciones anaeróbicas en α-ZEL y metabolito no identificado por el contenido intestinal del cerdo (Kollarczik, Gareis et al., 1994) y en otro estudio con una tasa de degradación del 17-52 % a 10 μmol/mL después de 24h (Kollarczik, Gareis et al., 1994).

Modulación de la microbiota intestinal por las micotoxinas (Modulación Tóxica del Microbioma, TMM)

El TGI es la principal vía de entrada de micotoxinas a los animales debido a la ingestión de alimentos y piensos contaminados, por lo que su concentración podría ser mayor en el TGI que en otros órganos (Grenier y Applegate 2013).

La relación entre las micotoxinas y la microbiota es bidireccional.

La microbiota intestinal puede degradar y metabolizar las micotoxinas. Al mismo tiempo, las micotoxinas pueden inducir graves daños en la microbiota intestinal de humanos y animales.

Pueden causar una amplia gama de toxicidades y alterar la homeostasis intestinal induciendo daño intestinal, inflamación y disbiosis de la microbiota intestinal (Elmassry, Zayed et al., 2022). También pueden modular la microbiota intestinal y afectar a su abundancia y actividad.

El efecto de las micotoxinas sobre los microorganismos intestinales consiste principalmente en alteraciones de la población microbiana del tubo digestivo.

Estas modulaciones pueden producirse a nivel de especie, género y filo. Además, estas modificaciones pueden deberse al efecto directo de las micotoxinas y sus propiedades antimicrobianas o pueden ser secundarias a las consecuencias tóxicas de las micotoxinas en las células intestinales, así como a la liberación de compuestos antimicrobianos (Mamdouh y Zahran).

Existen varios estudios experimentales sobre la modulación de la microbiota intestinal por diferentes micotoxinas.

TMM por aflatoxinas

• La exposición de ovejas a AFB1 por vía oral en una dosis única de 1 mg/kg de peso corporal aumentó significativamente la proporción Firmicutes/Bacteroidetes y disminuyó la abundancia de Butyrivibrio. Se ha demostrado que esta microbiota intestinal afecta a la calidad de la carne de ovino (Cao, Lin et al., 2021).
• La exposición dietética de ratones kunming a 0,75 mg/kg de AFB1 durante 54 días aumentó significativamente la abundancia relativa de Clostridia UCG 014 y la proporción Firmicutes/Bacteroidetes y disminuyó significativamente la abundancia relativa del grupo Lachnospiraceae NK4A136 (Xu, Dong et al., 2023).

• La administración oral a ratones de 200 μg/kg/d AFB1 durante 28 días aumentó la expresión relativa de Bacteroidetes a nivel de filo y alteró la expresión relativa de Staphylococcus y Muribaculaceae a nivel de género. Además, el análisis LefSe demostró que el nivel de expresión relativa de Bacilli, Staphylococcaceae y otra microbiota aumentó significativamente tras la exposición a AFB1, lo que finalmente tuvo relación con el daño testicular inducido en los ratones (Zhang, Ma et al., 2024).
• Las abundancias de microbiota intestinal Staphylococcusxylosu, Esherichia coli-g y Escherichia-Shigella aumentaron significativamente y la abundancia de Lactobacillus aviarius disminuyó significativamente en pollos de engorde alimentados con 40 µg/kg de AFB1 durante 21 días (Guo, Wang et al., 2023).

• La inyección de AFB1 a una dosis de 100 µg/kg de peso corporal, disuelta en una solución de etanol al 4 %, en el buche de pollos de engorde durante 7 días indujo una disminución significativa de la abundancia de Firmicutes y Proteobacteria y de la relación Firmicutes/Bacteroidetes (F/B) y un aumento significativo de la abundancia de Tenericutes y Verrucomicrobia, mientras que a nivel de género Lachnospiraceae, Lactobacillaceae, Lactobacillus, Lactobacillus_ helveticus, Ruminococcus y Blautia aumentaron significativamente. Además, se informó de que la AFB1 alteró principalmente la abundancia de bacterias asociadas con el metabolismo de los ácidos biliares, donde disminuyó significativamente la abundancia relativa de Faecalibacterium y Subdoligranulum y aumentó la abundancia relativa de Ruminococcus (Huang, Lin et al., 2023).
• La exposición dietética compuesta de pollos de engorde a 500 μg/kg de ZEN + 50 μg/kg de AFB1 durante 21 días aumentó significativamente la abundancia de la microbiota yeyunal (uncultured_bacterium_g_Romboutsia, uncultured_bacterium_g_ Terrisporobacter, Clostridium_sensu_stricto_1, uncultured_ bacterium_g_Lactobacillus, uncultured_ bacterium_g_Turicibacter, bacterium_GC452011) y disminuyó significativamente la abundancia relativa de Lactobacillus aviaries (Chang, Wang et al., 2020).

TMM por ocratoxinas

• Las ratas expuestas a OTA en concentraciones de 70 y 210 μg/kg de peso corporal por sonda durante 28 días sufrieron una disminución de la diversidad de la microbiota intestinal, un aumento de la abundancia relativa de Lactobacillus e indujeron múltiples cambios en los genes funcionales de la microbiota intestinal, incluyendo la transducción de señales, el transporte de hidratos de carbono, la transposasa, el sistema de transporte de aminoácidos (Guo, Huang et al., 2014).
• La exposición oral subcrónica de ratones a 0,21 y 0,5 mg/kg de peso corporal de OTA durante 28 días indujo cambios significativos en la estructura de la comunidad microbiana intestinal, incluyendo la disminución de la diversidad de la microbiota fecal y de la abundancia relativa de Firmicutes, así como un aumento en la abundancia relativa de Bacteroidetes a nivel de filo. A nivel de familia, seis familias bacterianas (Bacteroidales no clasificados, Porphyromonadaceae, Cyanobacteria no clasificados, Streptococcaceae, Enterobacteriaceae y Ruminococcaceae) fueron significativamente alteradas por la exposición a OTA (Izco, Vettorazzi et al., 2021).
• La exposición dietética de ratas a 250 μg/kg de peso corporal de OTA, conteniendo 0,1 M de bicarbonato de sodio, mediante gavage una vez al día durante 21 días, redujo significativamente la diversidad y abundancia microbiana, lo que se evidenció por la disminución de los índices de Simpson, ACE, Chao1 y Shannon. A nivel de filo, la OTA redujo significativamente la abundancia relativa de Bacteroidetes y aumentó significativamente la de Firmicutes (Zhang, Yan et al., 2021).

• El análisis de la diversidad alfa de la microbiota intestinal de pollos de engorde expuestos a 50 μg/kg de peso corporal de OTA durante 21 días reveló una disminución significativa en los índices ACE, Chao y Shannon, lo que indica que la OTA redujo significativamente tanto el número (abundancia) de microorganismos en el ciego como la diversidad de especies de la comunidad microbiana. Además, a nivel de género, la abundancia de Clostridiales vadin BB6 disminuyó significativamente, mientras que la abundancia de Ruminococcaceae aumentó significativamente (Yang, Li et al., 2020).
• Patitos expuestos a OTA a una dosis de 500 μg/kg de peso corporal con 0,1 M de bicarbonato de sodio, una vez al día durante tres semanas mediante gavage oral, mostraron un aumento significativo en la abundancia relativa de Bacteroidetes y una disminución significativa de Firmicutes, lo que resultó en un aumento significativo en la relación Bacteroidetes/Firmicutes. Además, la abundancia relativa de bacterias productoras de lipopolisacáridos, incluidas Bacteroides uniformis y Turicibacter sanguinis, aumentó significativamente, lo que sugiere que estas microbiotas están asociadas con el daño hepático causado por la OTA (Xia, Yang et al., 2021).
• Los índices ACE y Shannon revelaron que la OTA redujo significativamente la riqueza y diversidad de la microbiota del ciego en patos expuestos a gavage oral de OTA a una dosis de 235 μg/kg de peso corporal durante 2 semanas. Además, aumentó la abundancia relativa de Bacteroidetes a nivel de filo y de Bacteroides a nivel de género. Asimismo, la OTA incrementó significativamente la abundancia relativa de Bacteroides productores de lipopolisacáridos (LPS) (Wang, Zhai et al., 2019).

TMM por deoxinivalenol

• La exposición dietética diaria de gallinas ponedoras Hy-Line Brown a 10 mg/kg de peso corporal de DON durante 6 semanas redujo significativamente la diversidad de la microbiota intestinal, como lo indicaron las disminuciones significativas en los índices Chao y ACE. Además, a nivel de filo, las abundancias relativas de Firmicutes y Actinobacteria se redujeron significativamente, mientras que las abundancias relativas de Bacteroidetes, Proteobacteria y Spirochaetes aumentaron significativamente (Zhai, Qiu et al., 2022).
• Pollos alimentados con dietas contaminadas con 2,5, 5 y 10 mg/kg de DON durante 5 semanas mostraron una reducción significativa en la riqueza y uniformidad de especies en el ciego, según los índices Chao 1 y Shannon. Además, a nivel de filo, la abundancia relativa de Firmicutes aumentó significativamente, mientras que la de Proteobacteria disminuyó con el incremento de las concentraciones de DON. Dentro de Firmicutes, el DON redujo la abundancia relativa de Oscillospira, el género Clostridiaceae, Clostridium y el género Ruminococcaceae 2, mientras que aumentó la abundancia del género Clostridiales 2. Asimismo, el aumento en los niveles de DON redujo de manera lineal la abundancia del género Enterobacteriaceae y de un OTU asociado a Escherichia/Shigella (Lucke, Böhm et al., 2018).

• La exposición crónica de ratones a 10 μg/kg de peso corporal/día de DON, diluido en su agua de bebida durante 9 meses, alteró completamente la composición de su microbiota intestinal. A nivel de filo y familia, el DON aumentó significativamente la representación de Deferribacteres, Proteobacteria, TM7, Verrucomicrobia, Tenericutes y Cyanobacteria, así como la proporción de Odoribacteraceae, Enterobacteriaceae, Deferribacteraceae, F16, Turicibacteraceae y Helicobacteraceae. En contraste, redujo significativamente la abundancia de Actinobacteria y Bacteroidetes, así como la proporción de Coriobacteriaceae, S-24-7 y Streptococcaceae. Además, a nivel de género, el DON aumentó significativamente las proporciones de Odoribacter, Mucispirillum y Helicobacter, mientras que disminuyó las de Adlercreutzia, Dorea, Bifidobacterium y Streptococcus (Vignal, Djouina et al., 2018).
• La microbiota intestinal de ratones se moduló tras la exposición a 25 μg/kg de peso corporal/ día de DON durante 30 días mediante gavage oral. A nivel de filo, Proteobacteria y Verrucomicrobia aumentaron significativamente. Además, la diversidad alfa, evaluada mediante los índices Shannon y Chao 1, disminuyó, lo que indica una reducción significativa en la diversidad y riqueza de la microbiota intestinal. A nivel de género, el algoritmo LEfSe y la prueba de Kruskal-Wallis revelaron que Parabacteroides y Enterobacter fueron los más abundantes, mientras que Lactobacillus, Odoribacter y Lachnospiracea incertae sedis mostraron la mayor disminución (Peng, Liao et al., 2019).

• La exposición de lechones a 1040 μg/kg de DON durante 28 días aumentó significativamente las abundancias relativas de uncultured_bacterium_f_ Muribaculaceae, Blautia y Megasphaera, mientras que redujo significativamente la abundancia de Subdoligranulum y Clostridium sensu stricto 1 (Xu, Chang et al., 2023).
• La exposición dietética de lechones a 1000,6 μg/kg de DON de forma individual, o a 1007,5 μg/kg de DON combinado con 265,4 μg/kg de ZEN durante 42 días, aumentó significativamente la abundancia de E. coli y redujo significativamente la abundancia de Lactobacillus y Bifidobacterium (Jia, Liu et al., 2020). Además, las dietas contaminadas con 208 μg/kg y 3,11 mg/kg de DON en lechones destetados incrementaron significativamente el índice de Shannon de la composición de la microbiota intestinal. A nivel de filo, el DON redujo significativamente las abundancias relativas de Phascolarctobacterium, Subdoligranulum, Collinsella y Faecalibacterium, mientras que aumentó las de Ruminococcus_2, Rikenellaceae_RC9_gut_group, Parabacteroides y Methanobrevibacter (Bai, Ma et al., 2022).

TMM por zearalenona

• La adición de 250 μg/kg y 750 μg/kg de ZEN a las dietas de gallinas ponedoras redujo significativamente el número y la diversidad de bacterias en el ciego. Además, aumentó significativamente la abundancia relativa de norank_f__Muribaculaceae de manera dependiente de la dosis y redujo significativamente la abundancia relativa de Candidatus Saccharimonas (Yuan, Li et al., 2022).
• Conejos destetados que recibieron oralmente diferentes concentraciones de ZEN (400, 800 y 1600 μg/kg) durante 28 días mostraron una reducción significativa en la abundancia de Actinobacteria y un aumento significativo en la abundancia de Cyanobacteria, Synergistetes y Proteobacteria. A nivel de género, se observaron disminuciones en la abundancia de Adlercreutzia, Blautia, Desulfitobacter, Lactobacillus, Oxalobacter y p-75-a5 (Li, Yang et al., 2018).
• Ratas expuestas a ZEN a una dosis de 5,0 mg/kg mostraron un aumento significativo en la abundancia de Bacteroidetes, mientras que a una dosis de 0,2 mg/kg presentaron un aumento significativo en la abundancia de Ruminiclostridium_9 y Parabacteroides (Zhang, Zhang et al., 2020).

• La exposición a ZEN en cerdos redujo significativamente la riqueza de la microbiota cecal y colónica, además de inducir alteraciones en la diversidad α y β en el yeyuno e íleon. A nivel de filo, la exposición a ZEN aumentó significativamente la abundancia de Bacteroidetes, Actinobacteria, Firmicutes y Cyanobacteria. Además, alteró el eje reproductivo-inmunológico en cerdos a través de modificaciones en la microbiota intestinal, reduciendo la producción de butirato al inhibir bacterias productoras de este compuesto, como Ruminococcaceae y Erysipelotrichaceae, y estimulando la producción de LPS al incrementar bacterias productoras de lipopolisacáridos, como Clostridiaceae (Wang, Fu et al., 2022).
• La exposición dietética de lechones a 269,1 μg/kg de ZEN de forma individual, o a 265,4 μg/kg de ZEN combinado con 1007,5 μg/kg de DON durante 42 días, aumentó significativamente la abundancia de E. coli y redujo significativamente la abundancia de Lactobacillus y Bifidobacterium (Jia, Liu et al., 2020) .

CONCLUSIONES

En conclusión, esta revisión destaca la relación compleja y bidireccional entre las micotoxinas y la microbiota intestinal.

Las micotoxinas pueden alterar significativamente la composición y diversidad de la microbiota intestinal en humanos y animales, lo que a menudo conduce a disbiosis y problemas de salud asociados.

Por otro lado, ciertos microorganismos intestinales han demostrado la capacidad de degradar y detoxificar diversas micotoxinas, lo que podría contribuir a mitigar sus efectos tóxicos.

Las interacciones entre las micotoxinas y la microbiota intestinal están influenciadas por factores como el tipo y la concentración de la micotoxina, la especie hospedadora y las condiciones ambientales.

⇰ Comprender estas interacciones es fundamental para desarrollar estrategias que mitiguen la toxicidad de las micotoxinas y preserven la salud intestinal.

Las investigaciones futuras deberían centrarse en:

• Esclarecer los mecanismos específicos de interacción entre las micotoxinas y la microbiota.
• Identificar microorganismos beneficiosos para la detoxificación de micotoxinas.
• Explorar posibles intervenciones con probióticos o prebióticos para fortalecer el papel protector de la microbiota intestinal frente a las micotoxinas.

Además, se requieren más estudios para investigar los efectos a largo plazo de la exposición crónica a bajas dosis de micotoxinas sobre la microbiota intestinal y la salud en general.

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