Biorremediación de micotoxinas en piensos
El papel de la detoxificación microbiana

Los hongos presentes en alimentos o piensos producen micotoxinas que pueden dañar a las personas y los animales.

Los efectos hepatotóxicos, nefrotóxicos, carcinogénicos y mutagénicos de las micotoxinas, así como su impacto en los sistemas inmunitario y reproductor, las convierten en una de las principales preocupaciones en materia de seguridad de alimentos y piensos.

Los métodos tradicionales de detoxificación física y química de micotoxinas para alimentos y piensos pueden provocar la pérdida de nutrientes, la presencia de residuos de reactivos y la contaminación del medio ambiente. Así pues, el control de la contaminación por micotoxinas requiere nuevos métodos de detoxificación.

En este escenario, la tecnología de detoxificación microbiana se ha hecho cada vez más popular para degradar micotoxinas en alimentos y piensos debido a su alta eficiencia, baja toxicidad y fuerte especificidad sin deteriorar los nutrientes.

El azote de las micotoxinas en alimentos y piensos

Las micotoxinas son compuestos químicos tóxicos producidos como metabolitos secundarios por hongos filamentosos que contaminan los alimentos/piensos o las materias primas utilizadas para fabricarlos (Tola and Kebede, 2016).

Aspergillus, Penicillium y Fusarium representan los principales géneros de hongos micotoxigénicos, además de Trichoderma, Trichothecium y Alternaria (Ashiq, 2015).

El crecimiento de los mohos y la producción de micotoxinas vienen determinados por ciertas condiciones ambientales, entre las que se incluyen:

• Niveles de humedad (>70%)
• Temperatura (20–30 °C)
• Contenido de humedad de las plantas o cultivos (> 15%)
• Daños mecánicos y por insectos en los cultivos y uso de plaguicidas
• Diversidad vegetal
• Carga de esporas fúngicas

(Streit et al., 2012)

La proliferación de diversos hongos en los productos agrícolas reduce el rendimiento y la calidad, con importantes pérdidas económicas (Adejumo and Adejoro, 2014).

Aproximadamente el 25% de los cultivos del mundo se contaminan anualmente con micotoxinas (Alshannaq and Yu, 2017).

Además, las pérdidas anuales causadas por la contaminación de materias primas con micotoxinas en las industrias ganadera (Ogunade et al., 2018) y acuícola (Anater et al., 2016) alcanzan mil millones de toneladas métricas de alimentos (Smith et al., 2016).

Anualmente, Estados Unidos se enfrenta a unas pérdidas económicas estimadas en 932 millones de dólares debido a las aflatoxinas, las fumonisinas y el deoxinivalenol (Bhatnagar et al., 2004).

La contaminación de alimentos y piensos con micotoxinas disminuye su valor nutricional y representa un riesgo potencial para la salud humana, animal y de los peces (Koletsi et al., 2021).

Biorremediación – Unaestrategia prometedorafrente a las micotoxinas

Durante mucho tiempo, los métodos de descontaminación de micotoxinas en piensos se han limitado a técnicas físicas y químicas.

• ⇰ Los métodos físicos incluyen la clasificación, la limpieza, la alta temperatura, la alta presión y otras prácticas, como la esterilización, la cocción y la molienda (Grenier et al., 2014; Pankaj et al., 2018).
• ⇰ Los métodos químicos incluyen el uso de agentes químicos para reducir o convertir las micotoxinas en subproductos menos tóxicos a través de la ozonización, la amoniación y el uso de peróxido de hidrógeno (Čolović et al., 2019).

Aunque estos métodos han reducido eficazmente la contaminación por micotoxinas, tienen limitaciones, como el hecho de no ser respetuosos con el medio ambiente, los elevados costes operativos y los resultados menos fiables. Además, pueden disminuir la calidad o el valor nutricional de los alimentos (Čolović et al., 2019; Pankaj et al., 2018).

Convertir las micotoxinas en compuestos no tóxicos utilizando agentes microbianos podría ser la mejor alternativa a los métodos clásicos de descontaminación.

La biorremediación se considera uno de los enfoques más prometedores porque tiene una alta eficiencia de degradación y conlleva menos riesgos para el medio ambiente y una menor reducción de la calidad de los alimentos y piensos.

La descontaminación de los alimentos mediante enzimas microbianas es aún más favorable, ya que se ha producido un importante desarrollo de las tecnologías microbianas y de ingeniería genética y un rápido progreso en el estudio de la degradación de micotoxinas por enzimas clave y enzimas degradadoras expresadas de forma heterogénea.

Además, estas enzimas son específicas para cada sustrato, eficaces y respetuosas con el medio ambiente, y en general pueden mantener el valor alimentario sin causar pérdida de nutrientes ni de textura de los alimentos (Wang y Xie, 2020).

Mecanismos de biorremediación de micotoxinas

Los microorganismos pueden degradar las micotoxinas mediante adsorción o biotransformación.

• ⇰ La adsorción implica la unión física de las micotoxinas a polisacáridos y proteínas en las estructuras celulares externas del microrganismo, formando un complejo toxinamicrorganismo que puede excretarse (Nazareth et al., 2019; Sadiq et al., 2019).
• ⇰ La biotransformación implica la conversión de micotoxinas en compuestos no tóxicos o menos tóxicos bajo la acción de los microbios o de sus enzimas intracelulares y extracelulares (Alberts et al., 2009; Vega et al., 2017).

La biodegradación intracelular se basa en el tratamiento metabólico normal de las moléculas por los microorganismos dentro de la célula (Sandlin et al., 2022), mientras que la biotransformación extracelular se produce mediante la producción de enzimas estables que pueden degradar las micotoxinas.

Esta tecnología básica permite obtener varios productos comerciales (Moll, 2019).

Micotoxinas comunes y su biorremediación

AFLATOXINAS

Las aflatoxinas (AFB) son las micotoxinas más peligrosas, tóxicas y estudiadas.

Producidas principalmente por Aspergillus flavus y A. parasiticus y, en menor medida, por A. nomius, A. bombycis, A. pseudotamari y A. ochraceoroseus (Varga et al., 2011), se clasifican según su fluorescencia azul o verde bajo luz ultravioleta en AFB₁, AFB₂, AFG1 y AFG₂ (Dhanasekaran et al., 2011).

Se producen en diversos alimentos para animales, como el maíz, los frutos secos molidos, las semillas de algodón de arroz y sorgo, las especias, los cereales, la soja, el cacao y la carne (Patriarca y Pinto, 2017; Vila-Donat et al., 2018).

Las aflatoxinas tienen propiedades hepatotóxicas, teratogénicas, mutagénicas (Kucukcakan y Hayrulai- Musliu, 2015; Rieswijk et al., 2016; Rotimi et al., 2017) e inmunosupresoras (Gao et al., 2023; Gong et al., 2016; Mohsenzadeh et al., 2016).

Biorremediación de aflatoxinas mediante adsorción microbiana

Existen numerosos estudios sobre la biodegradación de las aflatoxinas, ya sea por agentes microbianos o por sus enzimas.

Entre los microorganismos que pueden unirse a las aflatoxinas y eliminarlas por adsorción, los probióticos, como las bacterias ácido-lácticas y las levaduras, son los más estudiados porque pueden añadirse durante la fermentación de los alimentos para degradar las aflatoxinas en el proceso de producción (Shetty y Jespersen, 2006).

BACTERIAS ÁCIDO-LÁCTICAS

• Lactobacillus rhamnosus (GG) eliminó el 54% de AFB₁ del medio de jugo intestinal de pollo en 1 min (El-Nezami et al., 2000).
• Las bacterias ácido-lácticas redujeron, in vitro, el transporte, el metabolismo y la toxicidad de la AFB₁ en células Caco-2 (Gratz et al., 2007).
• En un estudio sobre la unión de 20 cepas de bacterias ácido-lácticas y bifidobacterias a la AFB₁ en una solución contaminada se observó que dos cepas de Lactobacillus amylovorus y una cepa de L. rhamnosus se unieron a más del 50% de AFB₁ a las 72 h (Peltonen et al., 2001).
• Lactobacillus plantarum C88 aislada de alimentos fermentados tradicionales chinos redujo la toxicidad de la AFB₁ en ratones, lo que demuestra que el mecanismo detrás de la detoxificación fue una fuerte capacidad de unión que resultó en una mayor cantidad de AFB₁ no absorbida en las heces (Huang et al., 2017).

• Se descubrió que L. plantarum MON03 (LP) aislada de mantequilla artesanal tunecina mostraba una capacidad de unión significativa a AFB₁ y AFM₁ en solución salina amortiguadora de fosfato (PBS) en un 82% y 89%, respectivamente, en 24 h de incubación con la capacidad de tolerar la acidez gástrica y fuertes propiedades hidrofílicas de la superficie de las células, y eficacia de adherencia a las células Caco-3 in vitro (Jebali et al., 2015).
• L. plantarum MON03 y L. rhamnosus GAF01 fueron aislados y probados por sus capacidades para eliminar AFM₁ de PBS y leche reconstituida y se encontró que las dos cepas eliminaron AFM₁, tanto en PBS y leche desnatada después de 0, 6, y 24 h a 37 °C, y sus capacidades de unión oscilaron entre 16,1-78,6% y 15,3-95,1%, respectivamente (Abbès et al., 2013).

LEVADURAS

• Saccharomyces cerevisiae fijó el 90,3 ± 0,3% y el 92,7 ± 0,7% de AFM₁ durante 30 y 60 min, respectivamente, en la leche. En comparación, fue capaz de fijar el 100% de AFM₁ en 60 minutos cuando se combinó con un grupo de otras cepas de bacterias ácido-lácticas (L. rhamnosus, Lactobacillus delbrueckii spp. bulgaricus y Bifidobacterium lactis) (Corassin et al., 2013).
• S. cerevisiae fijó el 60% y el 40% de AFB1 en residuos de fermentación de cerveza a pH 3 y 6,5, respectivamente (Campagnollo et al., 2015).
• Al evaluar la capacidad de los productos a base de S. cerevisiae procedentes de la fermentación de la caña de azúcar (levadura autolizada y levadura seca) para ligar AFB₁ en PBS se vio que la levadura autolizada ligaba entre el 90,4% y el 97,5% de AFB₁. La capacidad de fijación de la levadura seca fue del 96,5-99,3% (Gonçalves et al., 2015).

• Chlebicz y Śliżewska (2020) estudiaron la capacidad de 12 cepas de Lactobacillus sp. y seis cepas de levadura S. cerevisiae para ligar AFB₁, DON, fumonisina B1 y toxina T-2.

• Descubrieron que todas las cepas detoxificaban las micotoxinas, con la mayor reducción de la concentración para la mezcla de FB₁ y FB₂, que oscilaba entre el 62 y el 77% para las cepas bacterianas y entre el 67 y el 74% para la levadura, y que el DON era la micotoxina más resistente. Su concentración se redujo entre un 19 y un 39% por cepas de Lactobacillus sp y entre un 22 y un 43% por levaduras tras 24 h de incubación, mientras que las tasas de detoxificación para la AFB1 y la toxina T-2 fueron del 60% y el 61% por Lactobacillus, respectivamente, y del 65% y el 69% por levaduras, respectivamente.

• S. cerevisiae NRRL Y-1089 fue capaz de eliminar el 87,20% de AFB1 tras 30 minutos de incubación y la fijación mejoró al aumentar el tiempo de incubación (Hathout y Abdel-Nasser, 2022).

Biorremediación de aflatoxinas mediante degradación microbiana

BACTERIAS

• Myxococcus fulvus ANSM068 aislado de heces de ciervo transformó el 80,7% de AFB1 en medio líquido VY/2 tras incubación a 30 °C durante 72 h (Guan et al., 2010).
• Bacillus velezensis DY3108 degradó AFB1 en un 91,5% con una temperatura óptima de 80 °C y un pH amplio (4,0 a 11,0) con la mayor degradación (94,70%) a pH 8,0 (Shu et al., 2018).
• Bacillus licheniformis CFR1 degradó AFB1 en un 94,7% tras 24 h de incubación con una temperatura óptima de 37 °C y pH 7 (Rao et al., 2017).

• Stenotrophomonas acidoaminiphila CW117 degradó el 76,7% de la AFB₁ a altas temperaturas (alcanzó los 90 ⁰C) y a pH 6-7, y la degradación dependió de la dosis y del tiempo (Cai et al., 2020).
• Una Escherichia coli CG1061 no patógena eliminó la AFB₁ con una tasa de degradación del 93,7% a una temperatura óptima de 55 °C y un pH 8,5 (Wang et al., 2019a).
• Pseudomonas aeruginosa N17-1 degradó AFB₁, AFB₂ y AFM₁ en un 82,8%, 46,8% y 31,9% después de la incubación en medio de caldo nutriente (NB) a 37 °C durante 72 h, con una degradación máxima a 55 °C y después de la adición de manganeso (Mn²⁺) y cobre (Cu²⁺) como activadores (Sangare et al., 2014).

HONGOS

• Aspergillus niger RAF106 detoxificó eficazmente AFB₁ a compuestos con baja o ninguna mutagenicidad en ambientes con valores de pH de 4-10 y temperaturas de 25-45 °C (Fang et al., 2020).
• A. niger FS10 degradó la AFB₁ en un 98% a un compuesto menos tóxico tras 12 h de incubación (Fang et al., 2020).

Biorremediación de aflatoxinas mediante degradación enzimática

• Las aflatoxinas son degradadas por una enzima reductasa de Mycobacterium smegmatis que puede utilizar el cofactor deazaflavina F420H2 y catalizar la reducción de la fracción éster α,β-insaturada de las aflatoxinas, activando las moléculas para su hidrólisis espontánea y detoxificación (Taylor et al., 2010).
• La manganeso peroxidasa producida por el hongo de la podredumbre blanca Phanerochaete sordida YK-624 fue capaz de detoxificar la AFB₁ mediante una reacción de oxidación que consistía en primer lugar en la oxidación a AFB₁-8,9-epóxido por MnP y después en la hidrólisis a AFB₁– 8,9-dihidrodio (Wang et al., 2011).
• El tratamiento del maíz contaminado con filtrados de cultivos de Trametes versicolor que contienen enzimas ligninolíticas redujo significativamente el contenido de AFB₁ (Scarpari et al., 2014).
• La manganeso peroxidasa, que puede iniciar la despolimerización oxidativa de la lignina en hongos degradadores de lignocelulosa Irpex lacteus, Phanerochaete chrysosporium, Ceriporiopsis subvermispora y Nematoloma forward, fue capaz de degradar AFB₁, ZEN, DON y FB₁ (Wang et al., 2019d).
• La capacidad de la lacasa C30 de S. cerevisiae para degradar cuatro aflatoxinas (AFB₁, AFB₂, AFG₁ y AFG₂), mostrando que la capacidad de unión de las aflatoxinas a la enzima era _{AFB1>AFG2>AFG1>AFB2.}

• También se demostró que las aflatoxinas pueden interactuar cerca del centro de cobre T1 de la enzima a través de enlaces H e interacciones hidrofóbicas con residuos de aminoácidos. Además, la lacasa fue capaz de degradar todas las aflatoxinas, y la actividad de degradación aumentó a medida que el tiempo de incubación aumentó de 12 a 60 h, con una degradación máxima para AFB₁, AFB2, AFG1 y AFG2 de 90,33%, 74,23%, 85,24%, y 87,58%, respectivamente, a 30 °C en 0,1 M PBS y pH 5,7 (Liu et al., 2020).

• Una enzima lacasa del hongo Pleurotus pulmonarius degradó AFB₁ en condiciones óptimas de pH 7 y una temperatura de 37 °C (Song et al., 2021).
• Una lacasa de Bacillus amyloliquefaciens B10 fue separada y se encontró que degradaba 79,3% de AFB1 en 36 h bajo una temperatura óptima de 40 °C y pH 6-8 con la adición de magnesio (Mg²⁺) y dimetil sulfóxido (DMSO) como potenciadores de la reacción (Xiong et al., 2022).
• Se clonó un gen de lacasa a partir de Bacillus vallismortis fmb-103 y se expresó en el hospedador heterólogo E. coli tras la optimización del codón y se investigó su degradación de AFB₁, encontrándose que mejoraba con el aumento del pH y la temperatura de incubación y superaba el 60% a pH 7 y 37 °C (Bian et al., 2022).
• Una enzima degradadora de AFB₁ producida por Pseudomonas aeruginosa degradó AFB1 en condiciones óptimas de 65 °C y pH 6 con la presencia de Cu²⁺ y hierro (Fe³⁺) (Song et al., 2019).
• Las proteínas o enzimas degradadoras de AFB₁ en los extractos intracelulares de A. niger RAF106 indujeron una degradación del 80% de AFB₁ durante 24 h de incubación (Fang et al., 2020).
• La aflatoxina-oxidasa producida por Armillariella tabescens, un hongo comestible y medicinal chino, fue eficaz en la degradación de AFB₁ actuando sobre el anillo bisfurano de AFB₁ que se considera la estructura tóxica clave (Cao et al., 2011).

OCRATOXINAS

Las ocratoxinas (OT) son micotoxinas extremadamente tóxicas.

La ocratoxina A (OTA), el tipo más frecuente encontrado en alimentos y piensos es producida principalmente por Aspergillus ochraceus, mientras que la ocratoxina B y C son producidas por otras especies de Aspergillus y Penicillium (Marroquín-Cardona et al., 2014).

La OTA es la más tóxica y prevalente de la familia de las ocratoxinas (Heussner y Bingle, 2015).

Es nefrotóxica (Khoi et al., 2021), genotóxica, citotóxica, teratogénica (Hibi et al., 2011), carcinogénica (Pfohl-Leszkowicz y Manderville, 2012), mutagénica, inmunotóxica y mielotóxica (Marin y Taranu, 2015).

Biorremediación de la OTA mediante adsorción microbiana

Se ha descrito la capacidad de diversos microorganismos para eliminar la OTA mediante adsorción. La capacidad de los microorganismos para adsorber OTA se ve afectada por muchos factores, entre ellos:

• Cepas microbianas (su estado es viable o inviable (Bejaoui et al., 2004; Piotrowska, 2014).
• Condiciones de cultivo, incluidos el pH y la temperatura (Gil-Serna et al., 2011).

BACTERIAS ÁCIDO-LÁCTICAS

• En un estudio reciente, se investigó la detoxificación de la OTA utilizando cultivos individuales y conjuntos de Lactobacillus acidophilus y L. rhamnosus en diversos modos, incluidas células viables, calentadas e inactivadas por ultrasonidos, así como una combinación de estas condiciones, y los resultados fueron diferentes en función de la estructura de la pared celular, la hidrofobicidad y la capacidad de unión de toxinas de las bacterias lácticas individuales y conjuntas (Abedi et al., 2022).

• Se investigó la capacidad de unión de tres especies de bacterias lácticas térmicamente activas o inactivadas, Lactobacillus brevis, L. plantarum y Lactobacillus sanfranciscensis, y se señaló que la unión de las células bacterianas inactivadas era mayor que la de las células viables, y la adsorción de OTA a la pared celular se atribuyó a interacciones hidrofóbicas y electrostáticas (Piotrowska, 2014).
• Se aislaron 54 bacterias ácido-lácticas de muestras de trigo almacenadas y se estudió su capacidad para eliminar la OTA en un medio líquido, y los resultados dependieron de la temperatura, el pH y la biomasa bacteriana en cultivos mixtos, con un alto porcentaje de reducción de OTA obtenido por L. plantarum y Lactobacillus graminis (más del 97%), seguidos de Pediococcus pentosaceus (más del 81,5%) (Belkacem-Hanfi et al., 2014).

• P. pentosaceus (RG7B) eliminó el 84% de la OTA en medios MRS, mientras que su capacidad de unión en medios PBS fue sólo del 25% (Taroub et al., 2019).
• Se probaron catorce cepas aisladas de BAL y Bifidobacterium para evaluar su capacidad para unirse a la OTA en PB contaminadas con 10 ppb de OTA. Estas cepas probadas redujeron entre un 80,4 y un 81,4% la OTA a 37 ⁰C en 36 h (Fouad et al., 2021).

LEVADURAS

• Bejaoui et al. (2004) señalaron que las levaduras tratadas con calor y ácido podían adsorber el 90,8% y el 73% de la OTA, respectivamente, mientras que las células viables fijaban hasta el 35% de la OTA.

• En el mismo estudio, la capacidad de adsorción bajo tratamiento térmico o ácido se atribuyó a su capacidad para alterar las características superficiales de las células microbianas, como la ampliación del tamaño de los poros, la desnaturalización de las proteínas y la formación de productos de reacción de Maillard entre polisacáridos y péptidos.

• Se evaluaron las capacidades de eliminación de OTA de cuatro cepas de S. cerevisiae y los resultados mostraron que las eficiencias de adsorción de OTA variaban según las cepas de levadura y las concentraciones de OTA. Además, hubo una correlación entre la capacidad de eliminación de micotoxinas y la cantidad de pared celular, lo que sugiere que la interacción levadura-micotoxina es más de tipo adsorción (Armando et al., 2012).

• S. cerevisiae (ambas cepas Syrena LOCK 0201 y Málaga LOCK 0173) disminuyeron la cantidad de OTA.

• La cepa Málaga LOCK 0173 fue capaz de eliminar el 82,8% y el 10,7% de los medios de uva y grosella negra, respectivamente, mientras que la capacidad de fijación de la cepa Syrena LOCK 0201 fue del 85,1% para uva y del 65,2% para grosella negra (Piotrowska et al., 2013).

• Dos cepas de S. cerevisiae disminuyeron el nivel de OTA un 70% en 3 días a 30°C en presencia de 250 g l^-1 de azúcares y con fosfato diamónico (Petruzzi et al., 2014).

OTROS MICROORGANISMOS

• Se reportó que una cepa de Bacillus megaterium JSW-B1 fijó 62.6% de OTA en medio de cultivo líquido dentro de 72 h y el tratamiento térmico aumentó notablemente la capacidad de fijación de OTA de las células, indicando que la actividad de eliminación de OTA de esta cepa resultó principalmente de la adsorción a las células bacterianas (Shang et al., 2019).

• El uso de Bacillus subtilis inmovilizado en perlas de alginato de sodio comestible (pH 3 y 25% de cloruro de sodio, NaCl) fue altamente eficaz en la reducción de OTA en el vino tinto, donde redujo el 90% de la OTA del cultivo y cuando estas perlas se añadieron al vino tinto enriquecido con OTA, redujo la OTA en un 78,50 ± 0,49% después de 1 h (Shukla et al., 2020).

Recientemente, se ha demostrado que la adsorción de OTA a microorganismos se controla genéticamente. Por ejemplo:

• L. delbrueckii NRRL B-1024 se mutagenizó utilizando metanosulfonato de etilo (EMS) para inducir variaciones genéticas con el fin de mejorar la biosorción de OTA. Siete de 19 mutantes mostraron una biosorción de OTA superior a la cepa de tipo salvaje (Khattab et al., 2018).
• Se utilizaron 12 cepas de S. cerevisiae para obtener híbridos intraespecíficos y cinco de los 27 híbridos validados mostraron una mayor actividad de adsorción de OTA, pero menor de compuestos fenólicos en comparación con sus progenitores (Caridi et al., 2020).

Biorremediación de la OTA mediante degradación microbiana

La degradación microbiana de la OTA se produce a través de dos reacciones catalizadas por enzimas:

• Hidrólisis del enlace amida entre el residuo de isocumarina y la fenilalanina.
• Hidrólisis del anillo de lactona.

Entre los productos de degradación notificados, la OTα se considera no tóxica o menos tóxica (Bittner et al., 2015; Haq et al., 2016) y varias cepas bacterianas y fúngicas han demostrado su capacidad para degradar la OTA con o sin producción de OTα.

BACTERIAS

• B. licheniformis Sl-1 degradó la OTA en medios líquidos en los que las células esterilizadas en autoclave fijaron un 80% de OTA mientras que las células viables un 60% de OTA tras 24 h de incubación aeróbica.

• El sobrenadante libre de células de Sl-1 degradó la OTA con una tasa de degradación del 98% tras 24 h de incubación aeróbica. No se produjeron productos de degradación y, cuando se aplicó a muestras de maíz enmohecido, la tasa de degradación de la OTA fue del 35% (Shi et al., 2013).

• La OTA fue degradada por células viables y autoclavadas de B. subtilis CW 14 en más del 60% y fue degradada por el sobrenadante libre de células de CW 14 en un 97,6% de tasa de degradación después de 24 h de incubación a 30 °C sin productos de degradación producidos. Además, mediante la inoculación del cultivo se degradó el 47,1% de la OTA en muestras de maíz contaminadas (Shi et al., 2014).
• B. velezensis E2 degradó el 96,1% de la OTA en 48 h por transformación enzimática e hidrólisis alcalina produciendo ocratoxina α abierta (OP-OTα) como producto de degradación (Zhang et al., 2022).

HONGOS

• Las cepas Aspergillus tubingensis M036 y M074 degradaron la OTA en más de un 95% después de 14 días, produciendo ocratoxina α.

• Además, las enzimas crudas de los cultivos de ambas cepas condujeron a la biodegradación de OTA en un 97,5% y 91,3% a pH 5 y 80,3% y 75,3% a pH 7, respectivamente, después de 24 h (Cho et al., 2016).

• A niger W-35 degradó la OTA in vitro y en piensos comerciales tras incubación a 37 °C durante 12 h en un 78% y 37%, respectivamente, con una producción de OTα.

• Además, una enzima especí ica para la degradación de la OTA (ocratoxinasa, OTasa) obtenida de W-35 se expresó con éxito en E. coli BL21 y degradó la OTA a una tasa del 85,1% durante 12 h (Zhao et al., 2020).

• Una nueva cepa de Aspergillus oryzae fue capaz de degradar el 94% de la OTA tras 72 h de incubación (Xiong et al., 2021). Además, la cepa 396.1 de Aspergillus calcoaceticus y la cepa neg1 de Acinetobacter sp. fueron capaces de convertir el 82% y el 91% de OTA en OTα en 6 días de incubación a 24 °C (De Bellis et al., 2015).
• Lactobacillus johnsonii CECT 289, L. rhamnosus CECT 278T y L. plantarum CECT 749 presentaron valores de degradación del 97,4 %, 97 % y 95 % de la OTA en OTα y fenilalanina (Phe) (Luz et al., 2018).

Biorremediación de la OTA mediante degradación enzimática

• La carboxipeptidasa, una enzima hidrolizada relacionada con la conversión enzimática de la OTA, se clonó a partir del genoma de B. amyloliquefaciens ASAG1 utilizando el sistema de expresión de E. coli y se informó de que tenía una elevada actividad degradadora de la OTA (Chang et al., 2015).
• El gen de la carboxipeptidasa dacA de B. subtilis CW14 expresado en Escherichia coli, contribuyó a degradar la OTA en un 71,3% (Xu et al., 2021).
• La OTA se degradó bajo la actividad de la carboxipeptidasa PJ_1540 producida por Acinetobacter sp. neg1, ITEM 17016 (Liuzzi et al., 2017).

• Otro estudio investigó la capacidad de la enzima lacasa producida por Pleurotus eryngii y los sistemas lacasamediador (LMS) para degradar la OTA, y se encontró que degradaba el 27% de OTA (Loi et al., 2018).
• Otra enzima de la que se ha informado que es capaz de degradar la OTA es la ocratoxinasa de A. niger.

• En un estudio realizado por Dobritzsch et al. (2014) se clonó un gen putativo de amidasa que codifica un polipéptido de 480 aminoácidos y se expresó de forma homóloga en A. niger. Se cree que la proteína recombinante es más eficiente en la hidrólisis de la ocratoxina A que la enzima carboxipeptidasa.

ZEARALENONA

La zearalenona (ZEN) es una micotoxina estrogénica no esteroidea producida principalmente por Fusarium graminearum y, en menor medida, por Fusarium culmorum, Fusarium cerealis o Fusarium equiseti (De Boevre et al., 2012; Taheur et al., 2017).

La ZEN se produce de forma natural en el maíz, la cebada, la avena, el trigo, el arroz, el sorgo, el centeno y otros productos básicos importantes cuando las condiciones de humedad y temperatura son adecuadas (Golge y Kabak, 2020).

Puede activar los receptores estrogénicos, lo que provoca trastornos reproductivos en animales (Gupta, 2012) y especies de peces (Schwartz et al., 2013; Woźny et al., 2020).

La ZEN y algunos de sus derivados también pueden inducir efectos genotóxicos mediante la inducción de aductos de ADN, fragmentación del ADN, apoptosis, micronúcleos y aberraciones cromosómicas (Gao et al., 2013).

Biorremediación del ZEN mediante adsorción microbiana

La ZEN puede adsorberse a las paredes celulares microbianas a través de sus proteínas, lípidos y carbohidratos (manosa, peptidoglicanos, glucanos).

Los mecanismos de adsorción incluyen interacciones iónicas, enlaces de hidrógeno e interacciones hidrofóbicas (Wang et al., 2019b) y dependen de muchos factores, entre ellos:

• Cepas microbianas: la presencia de carbohidratos en su pared celular y su grosor.
• Condiciones de cultivo: pH y temperatura, tiempo de incubación y adición de potenciadores físicos y químicos.

SACCHAROMYCES

• La adición de 0,2% de adsorbente de pared celular de levadura al maíz contaminado con ZEN alivió eficazmente la toxicidad reproductiva de los lechones (Shang et al., 2016).
• 10 cepas de S. cerevisiae y 5 de Saccharomyces pastorianus pudieron adsorber 30-70% de ZEN dependiendo de la cepa en mosto contaminado después de un periodo de fermentación de 96 h (Wall-Martínez et al., 2019).
• Se investigó la capacidad del residuo de fermentación de cerveza que contenía S. cerevisiae para fijar el ZEN a diferentes niveles de pH y se observó que el 75,1% y el 77,5% del ZEN se eliminaban a pH 3 y 6,5, respectivamente (Campagnollo et al., 2015).

• La capacidad de S. cerevisiae para disminuir el contenido de ZEN puede verse influida por el pretratamiento físico o químico.

• Por ejemplo, la capacidad máxima de adsorción de S. cerevisiae incubada en condiciones libres de estrés fue del 36,5%. En comparación, la incubación en condiciones de estrés (inducida por nanopartículas de plata y liofilización) aumentó el valor máximo de sorción al 57,0% (Rogowska et al., 2019).

• La relación diámetro celular/espesor de la pared celular mostró una correlación entre la cantidad de pared celular y la capacidad de eliminación de ZEN, y hubo un aumento significativo en la unión a ZEN después de la exposición a condiciones gastrointestinales (Armando et al., 2012).

• Se ha sugerido que S. cerevisiae puede unir micotoxinas a su pared celular a través de los carbohidratos funcionales que contiene (polímeros de glucomanano).

• Se ha informado de que la pared celular de S. cerevisiae podría unirse a ZEN y se encontró que el β(1,3)-d-glucano y el β(1,6)-d-glucano eran las estructuras más favorables para la adsorción de zearalenona (Yiannikouris et al., 2004).
• En un estudio más reciente, S. cerevisiae NRRL Y-1089 y S. cerevisiae NRRL Y-1089 eliminaron ZEN en un 94,80% y 91,80%, respectivamente, y la eliminación de ZEN disminuyó al aumentar el período de incubación (Hathout y Abdel-Nasser, 2022).

BACTERIAS ÁCIDO-LÁCTICAS

• Se evaluó la capacidad de ocho cepas de Lactobacillus pentosus para adsorber ZEN de una solución tampón de acetato sódico. La capacidad de adsorción fue del 83,17%, 82,78% y 81,69% para las cepas JM0812, UM054 y UM055, respectivamente (Sangsila et al., 2016).
• Las cepas GG y LC705 de L. rhamnosus podían unir el 55% de ZEN y α-ZOL, y se informó de que ambas toxinas podrían compartir el mismo sitio de unión en la superficie bacteriana (El-Nezami et al., 2002).
• En un estudio más reciente, Lactococcus lactis y Bifidobacterium sp fueron capaces de adsorber ZEN en un 90 % y 88 %, respectivamente, mediante la unión a grupos carboxilo desprotonados (principalmente de asparagina y glutamina) de las proteínas y el peptidoglicano de BAL (Król et al., 2018).

• L. rhamnosus y otras especies podrían absorber del 40% al 68,2% de ZEN, y estas cepas podrían formar un enlace permanente con ZEN, lo que inspiró el diseño de un nuevo polvo liofilizado basado en manchas de LAB para la desintoxicación de ZEN (Vega et al., 2017).
• La adsorción de ZEN por L. lactis no fue homogénea, donde se expresó con una etapa inicial rápida con alrededor del 90% de biosorción de ZEN y con un segundo paso mucho más lento, mientras que la adsorción por Bifidobacterium sp fue homogénea en un 88% (Król et al., 2017).
• Se observó que otras cepas de BAL adsorbían múltiples micotoxinas. Se informó de que Lactobacillus kefiri, Kazachstania servazzii y Acetobacter syzygii adsorbían ZEN, AFB₁ y OTA, donde L. kefiri KFLM3 fue la más activa, adsorbiendo del 80 al 100% de las micotoxinas cuando se cultivó en leche, mientras que la cepa K. servazzii KFGY7 adsorbía el 65, 69 y 67% para AFB_1, OTA y ZEN, respectivamente (Taheur et al., 2017).
• En la misma línea, las especies Streptococcus y Enterococcus fueron capaces de ligar hasta el 33, 49, 24 y 62% de DON, ZEN, FB₁ y FB₂, respectivamente (Niderkorn et al., 2007).

Biorremediación del ZEN mediante degradación microbiana

• ZEN fue completamente degradada por S. cerevisiae tras 48 h de incubación y se sugirió que los mecanismos implicados en la degradación eran la producción de enzimas intracelulares y extracelulares y algunas proteínas funcionales producidas por S. cerevisiae (Zhang et al., 2016).
• Varias cepas de S. cerevisiae fueron capaces de degradar más del 90% de ZEN del medio de cultivo en dos días con la producción de α- y β-zearalenol menos tóxicos (α-ZOL 53% y β-ZOL 8%) como productos finales, lo que sugiere que la eliminación se debió principalmente a la biotransformación del ZEN más que a su adsorción a las paredes de las células de levadura (Keller et al., 2015).

• B. subtilis ANSB01G degradó 84,58, 66,34 y 83,04% de ZEN en maíz naturalmente contaminado, granos secos de destilería con solubles y alimento completo para cerdos, respectivamente.

• Se cree que la degradación fue enzimática porque los tratamientos con calentamiento o la adición de proteinasa K redujeron significativamente la tasa de degradación del ZEN en el sobrenadante del cultivo (Lei et al., 2014).

• B. amyloliquefaciens ZDS-1 degradó ZEN en un medio de cultivo y trigo mediante degradación enzimática sin producción de derivados de ZEN (Xu et al., 2016).
• B. amyloliquefaciens LN disminuyó la concentración de ZEN en un 92% después de 36 h de incubación y se informó que B. amyloliquefaciens LN no solo poseía capacidad de adsorción de ZEN, sino que también exhibía la capacidad de degradar ZEN. Además, B. amyloliquefaciens LN no era hemolítica ni producía enterotoxinas (Lee et al., 2017).

• Numerosas cepas de Bacillus fueron capaces de degradar ZEN, incluyendo B. licheniformis que disminuyó más del 98% de ZEN después de 36 h de incubación a través de mecanismos no hemolíticos, no productores de enterotoxinas mediante la producción de altos niveles de xilanasa extracelular, celulasa y actividades de proteasa (Yi et al., 2011).
• Las tasas de degradación de ZEN de B. subtilis y B. natto fueron del 100% y 87% en 48 h, respectivamente; los dos taxones tienen una alta actividad de degradación de ZEN en cerveza, harina de maíz y harina de soja (Ju et al., 2019).

Biodegradación del ZEN por enzimas microbianas

Tres tipos principales de enzimas biológicas pueden degradar el ZEN: la lacasa, la lactona hidrolasa y la peroxidasa.

Atacan tres sitios diferentes de la molécula de ZEN:

• 1. La primera posición es el enlace éster del anillo de lactona, y si el anillo de lactona puede abrirse, la molécula resultante pierde sus propiedades de imitación del estrógeno.
• 2. El segundo sitio de reacción está en el largo anillo de lactona, especialmente en el enlace C-C cerca del grupo carbonilo.
• 3. La tercera implica la apertura del anillo aromático como forma de degradar el ZEN.

(Kriszt et al., 2012; Wu et al., 2021)

LACTONA HIDROLASAS

Las lactona hidrolasas son las más estudiadas para la degradación del ZEN.

• La lactona hidrolasa ZHD101 se extrajo del hongo micoparásito Clonostachys rosea y degradó el ZEN en productos menos tóxicos (Takahashi-Ando et al., 2002).
• Se descubrió que Gliocladium roseum produce lactona hidrolasa que puede romper e hidrolizar el enlace de lactona de ZEN para formar derivados de ZEN no tóxicos (Utermark y Karlovsky, 2007).
• Bi et al. (2018) señalaron que la ZEN lactonasa de Neurospora crassa está codificada por el gen zenc y sobreexpresada en Pichia pastoris.
• Posteriormente, la enzima zenc purificada se añadió a los granos secos de destilería con solubles (DDGS), subproductos de maíz y salvado de maíz, y la concentración de ZEN disminuyó en un 71%, 89% y 95%, respectivamente.

LACASA

• La enzima lacasa se aisló de la especie fúngica T. versicolor y se observó que disminuía el contenido de ZEN en un medio líquido en un 81,7 % tras 4 h de incubación a su temperatura óptima (Banu et al., 2013).
• La lacasa CotA de B. subtilis (BsCotA) combinada con el compuesto químico metilsiringato degradó el ZEN en un 100 % (Wang et al., 2019c).
• Se investigó la capacidad de la lacasa (LC) de P. eryngii y los sistemas lacasa-mediador (LMS) para degradar el ZEN, y se encontró que el ZEN se degradaba en un 100% (Loi et al., 2018).
• Una enzima lacasa del hongo Pleurotus pulmonarius fue capaz de degradar ZEN en condiciones óptimas de pH (4-8) y temperatura (40-60 ◦C) (Song et al., 2021).

PEROXIDASA

Otros estudios han demostrado la capacidad de la enzima peroxidasa para degradar ZEN.

•   Los extractos extracelulares del género Acinetobacter degradaron completamente la cepa SM04 de zearalenona en medio M1 tras 12 h de incubación (Yu et al., 2011b).
• Se extrajeron enzimas de Acinetobacter sp y se degradó la ZEN a productos no estrogénicos más pequeños.

• La enzima se identificó como peroxiredoxina, y el peróxido de hidrógeno oxidó el ZEN y sus productos mediante la catálisis de la peroxiredoxina (Yu et al., 2011a).

• Wang et al. (2019d) informaron de que ocho peroxidasas de manganeso de diferentes hongos degradadores de lignocelulosa podían degradar el 90,2-94,3% de ZEN en presencia de malonato, por lo que los radicales libres desempeñan un papel importante.

Conclusiones

Las bacterias, las levaduras y los hongos pueden detoxificar las micotoxinas de forma eficaz y específica.

La degradación microbiana descompone las toxinas sin dejar residuos tóxicos para la seguridad de alimentos y piensos. Además, la degradación microbiana y la adsorción pueden convertir varias micotoxinas comunes en sustancias relativamente seguras, haciendo que los alimentos y los piensos sean más seguros.

Los estudios recientes sobre micotoxinas microbianas en alimentos o piensos se han centrado en la eliminación de micotoxinas individuales y en la aplicación de cepas en el laboratorio.

Esta revisión propone varias direcciones futuras:

• 1. En primer lugar, cepas detoxificadas o enzimas degradadoras de alimentos.
  2. En segundo lugar, para mejorar la degradación y reducir la estabilidad de las micotoxinas, estudiar la combinación de múltiples cepas y la degradación microbiana de las micotoxinas.

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