Al-Zahraa Mamdouh1 y Eman Zahran2*
1Departamento de Enfermedades de los Peces Instituto Nacional de Oceanografía y Pesca, Egipto
2Departamento de Medicina Interna, Enfermedades Infecciosas y de los Peces, Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad de Mansoura, Egipto
*Correspondencia: [email protected]
La acuicultura es considerada un sector importante para el suministro de productos acuáticos destinados al creciente consumo humano de alimentos de origen animal en todo el mundo (Ahmad et al., 2021).
Los piensos compuestos comerciales se utilizan como alimento acuícola para proporcionar los nutrientes necesarios para el crecimiento y el mantenimiento de la salud de los peces de cultivo en acuicultura (Oliveira y Vasconcelos, 2020).
Los piensos acuícolas comerciales suelen ser una mezcla de productos de origen vegetal y animal (Oliveira y Vasconcelos, 2020).
- ⇰ La harina de soja y otros cereales se utilizan como ingredientes de origen vegetal en la preparación de piensos acuícolas (Matejova et al., 2017b).
- ⇰ La harina y el aceite de pescado son productos de origen marino utilizados principalmente en la elaboración de piensos acuícolas, ya que son fuentes importantes de proteínas, aminoácidos vitales y ácidos grasos poliinsaturados de cadena larga (Jackson, 2012).
El incremento de la demanda de producción acuícola se ha traducido en un aumento de la demanda de harina y aceite de pescado utilizados en la alimentación acuícola. En consecuencia, la escasez de peces pelágicos y otras especies de peces utilizadas en la producción es ahora una implicación ecológica y económica (Oliveira y Vasconcelos, 2020).
Por ello, últimamente se tiende a utilizar ingredientes de origen vegetal como alternativa a la harina y el aceite de pescado.
Los productos derivados de la soja son ingredientes vegetales utilizados como sustitutos de la harina de pescado.
La harina de soja es el ingrediente más utilizado en la alimentación de peces como alternativa a la harina de pescado. Suele constituir el 15-45% del alimento acuícola para peces herbívoros y omnívoros (Tacon et al., 2011).
Recientemente, los piensos acuícolas de origen vegetal se han utilizado en mayor medida en todo el mundo. Sin embargo, los piensos para peces de origen vegetal están sujetos a la infección con diversos hongos y a la contaminación con micotoxinas (Deng et al., 2021; Mwihia et al., 2020; Pietsch, 2020).
La aparición de micotoxinas en los alimentos acuícolas comerciales ha sido un problema generalizado (Gonçalves et al., 2018; Marijani et al., 2017).
Las micotoxinas son metabolitos secundarios producidos por un grupo de hongos filamentosos que infectan una amplia variedad de alimentos y piensos en todo el mundo (Juraschek et al., 2022).
Son producidas por cepas fúngicas que pertenecen principalmente a los géneros Aspergillus, Fusarium, Penicillium, Claviceps o Alternaria (Edite Bezerra da Rocha et al., 2014) y contaminan muchos cultivos, como el maíz, el arroz, los frutos secos, el maíz, el trigo, la soja y el sorgo, ya sea antes, durante la cosecha o el procesamiento y almacenamiento de los piensos.
La contaminación de alimentos y piensos con micotoxinas deteriora el valor nutricional y representa un riesgo potencial para la salud humana, animal y de los peces (da Rocha et al., 2014; Koletsi et al., 2021; Omotayo et al., 2019).
Tipos comunes de micotoxinas en los piensos para peces
Las aflatoxinas (AFs) se detectaron por primera vez en piensos para camarones tigre negro (Penaeus monodon) en Filipinas (Bautista et al., 1994).
Posteriormente, estas micotoxinas se detectaron en algunos piensos para peces procedentes de procesos de piscicultura en Tailandia (Altuğ y Özyurt, 2003) y en piensos comerciales para camarones en Turquía (Bintvihok et al., 2003).
Muestras de piensos para camarones y peces estaban contaminadas con zearalenona y ocratoxina A (OTA) en Tailandia, mientras que, en la India, los piensos para camarones estaban contaminados con AFs (Fegan y Spring, 2007).
Se detectó zearalenona (ZEN) en piensos para truchas recogidos en dos explotaciones del noreste de Polonia (Woźny et al., 2013), mientras que Pietsch et al. (2013) detectaron la presencia de deoxinivalenol (DON) en muestras de piensos para carpa común (Cyprinus carpio) de Europa central.
Nácher-Mestre et al. (2015) señalaron la presencia de Fumonisinas (FUM) y DON en piensos de salmón del Atlántico (Salmo salar) y dorada (Sparus aurata).
En Argentina, se detectaron AFs, OTA, toxina T-2, DON y ZEN en alimentos para salmónidos (Greco et al., 2015).
En África, se descubrió que los piensos para tilapia del Nilo (Oreochromis niloticus) y bagre africano (Clarias gariepinus) procedentes de Kisumu (Kenia), Kigembe (Ruanda) y Jinja (Uganda) estaban altamente contaminados con AF, FUM y DON (Marijani et al., 2017).
Aflatoxinas
Las aflatoxinas son producidas principalmente por Aspergillus flavus y Aspergillus parasiticus y, en menor medida, por Aspergillus nomius, Aspergillus bombycis, Aspergillus pseudotamari y Aspergillus ochraceoroseus (Varga et al., 2011).
⇰ AFB1, B2, G1 y G2 son las principales aflatoxinas y se clasifican según su fluorescencia azul o verde bajo luz ultravioleta (Dhanasekaran et al., 2011). Son micotoxinas que aparecen en diversos alimentos para animales, como el maíz, los cacahuetes molidos, las semillas de algodón de arroz y sorgo, las especias, los cereales, la soja, el cacao y la carne (Patriarca y Pinto, 2017; Vila-Donat et al., 2018).
Las aflatoxinas inducen su toxicidad al reaccionar con macromoléculas celulares, incluidos ácidos nucleicos, proteínas y fosfolípidos, e inducen diversas alteraciones genéticas, metabólicas, de señalización y de la estructura celular (Rushing y Selim, 2017).
Además, deterioran la función y la integridad celular mediante la inducción de estrés oxidativo (Ayala et al., 2014). Es más, inducen genotoxicidad e inmunotoxicidad al actuar sobre el ADN genómico, otras macromoléculas funcionales y células inmunocompetentes (Benkerroum, 2020).
Fumonisinas
Las fumonisinas son producidas principalmente por Fusarium verticillioides (también conocido como Fusarium moniliforme), Fusarium proliferatum y Fusarium nygamai.
⇰ Se conocen 16 tipos de fumonisinas, siendo la FB1 la más frecuente en alimentos y piensos como el arroz, el sorgo, la cerveza, el triticale, las semillas de caupí, las judías, la soja y los espárragos (Scott, 2012).
El mecanismo de toxicidad de las fumonisinas se debe a que su estructura es similar a la de los esfingolípidos (esfingosina y esfinganina), esenciales para sintetizar ceramida bajo la acción de la ceramida sintasa (Chen et al., 2021).
Las fumonisinas, en particular FB, pueden inhibir la ceramida sintasa compitiendo con los esfingolípidos, lo que lleva a la acumulación de esfinganina y esfingosina, causando la apoptosis de las células del túbulo renal y los hepatocitos (Voss y Riley, 2013).
Las fumonisinas también pueden inducir estrés oxidativo y toxicidad inmunológica en humanos (Wang et al., 2016), animales (Chen et al., 2021) y diferentes especies de peces (Baldissera et al., 2020b; Lala et al., 2021).
Tricotecenos
Los tricotecenos son producidos por varios géneros de hongos, como Fusarium, Microcyclospora, Myrothecium, Peltaster, Spicellum, Stachybotrys, Trichoderma y Trichothecium (Proctor et al., 2018).
⇰ Existen más de 150 toxinas de tricotecenos, pero las más estudiadas son el deoxinivalenol (DON) y la toxina T-2 (Yang et al., 2015).
Los mecanismos tóxicos asociados a los tricotecenos, incluida la toxina T-2 y el DON, están relacionados con sus efectos sobre la síntesis de proteínas, ya que se unen a la subunidad 60S de los ribosomas eucarióticos e inhiben la actividad de la peptidil transferasa, que finalmente inhibe la iniciación, elongación o terminación del paso de elongación de la cadena en la síntesis de proteínas (Arunachalam y Doohan, 2013).
El resultado es la regulación al alza de la c-Jun N-terminal quinasa (JNK)/p38 proteína quinasa activada por mitógenos (p38 MAPK) (Li et al., 2022).
Además, la toxina T-2 puede:
- Inhibir la activación de la vía del monofosfato de adenosina cíclico (AMPc).
- Disminuir la producción de la proteína reguladora aguda esteroidogénica (StAR).
- Disminuir la síntesis de las hormonas esteroides, estradiol y progesterona.
- (Wu et al., 2015)
- Regular a la baja el receptor de la hormona del crecimiento (GHR) inhibiendo los mecanismos relacionados con el supresor de la señalización de citoquinas (SOCS) y los transductores de señales (Amuzie y Pestka, 2010) y activando los mecanismos relacionados con el transductor de señales y el activador de la transcripción (STAT) (Wang et al., 2012).
Zearalenona
La zearalenona (ZEN), F-2 o RAL es producida principalmente por Fusarium graminearum y en menor medida por Fusarium culmorum, Fusarium cerealis y Fusarium equiseti (De Boevre et al., 2012; Taheur et al., 2017).
La zearalenona es un xenoestrógeno e imitador de la hormona esteroide sexual (un tipo de xenohormona que imita al estrógeno) (Zahran et al., 2021).
Químicamente, su estructura es similar a la del estrógeno natural y se considera un disruptor endocrino (EDC) (Rogowska et al., 2019) que potencialmente puede alterar las funciones del sistema endocrino y causar alteraciones en las funciones fisiológicas monitoreadas hormonalmente, incluyendo la homeostasis, el crecimiento, el desarrollo y la reproducción (Kar et al., 2021).
Ocratoxinas
Las ocratoxinas son metabolitos dihidroisocumarínicos unidos a fenilalanina pentacetato producidos por A. ochraceus que produce ocratoxina A (OTA) y por otras especies de Aspergillus y Penicillium que producen ocratoxina A, B y C (Marroquín-Cardona et al., 2014).
⇰ La OTA es el tipo más prevalente en alimentos y piensos en todo el mundo y es la forma más estudiada de todas las ocratoxinas en modelos experimentales, incluidos los peces.
Induce toxicidad a través de diferentes vías que pueden favorecer el estrés oxidativo y el aumento de las especies reactivas del oxígeno (ROS) a través de la inhibición de la activación y la transcripción génica del factor nuclear eritroide 2-relacionado con el factor 2 (Nrf2) que conduce a la peroxidación lipídica, el estrés proteotóxico y el daño oxidativo del ADN (Limonciel y Jennings, 2014).
Además, se asocia con la alteración de la homeostasis del calcio, lo que conduce a un aumento sostenido en el nivel de calcio citosólico y citotoxicidad (Rahimtula y Chong, 1991).
Uno de los principales mecanismos de su toxicidad es la inhibición de la síntesis de proteínas, lo que provoca una ralentización del crecimiento o la proliferación celular y una alteración del metabolismo celular (Creppy et al., 1983).
La OTA es principalmente nefrotóxica, ya que es responsable de la nefropatía endémica de los Balcanes (BEN) humana (Stiborová et al., 2016), la nefropatía intersticial crónica (NIC) (Hassen et al., 2004) y la insuficiencia renal y los tumores (Chen y Wu, 2017; Hope y Hope, 2012), mientras que en los cerdos puede causar nefropatía endémica porcina (Jørgensen y Petersen, 2002).
También es hepatotóxico (Longobardi et al., 2021; Shin et al., 2019), teratogénico (Stoev, 2022), inmunotóxico (Gan et al., 2022) y carcinogénico (clasificado como Grupo 2B, posible carcinógeno humano) (Marroquín-Cardona et al., 2014).
Efectos tóxicos de las micotoxinas en la salud de los peces
Las micotoxinas afectan al crecimiento, la reproducción y otras funciones fisiológicas y al estado de salud de los peces.
⇰ Tienen un impacto significativo en el aumento de peso, la composición corporal, las funciones bioquímicas y el estado de salud general de los peces.
Numerosos estudios han analizado el efecto de diferentes micotoxinas sobre el crecimiento, la reproducción y el estado inmunitario de los peces.
Las micotoxinas perjudican el crecimiento e inducen estrés oxidativo en los peces
AFLATOXINAS
Las aflatoxinas son las micotoxinas más estudiadas que afectan al crecimiento y las funciones hepáticas de los peces.
Se sabe que afectan a la síntesis de proteínas y a la integridad celular del hígado, donde la generación de especies reactivas de oxígeno intracelulares como el anión superóxido, el radical hidroxilo y el peróxido de hidrógeno (H2O2) es el resultado del metabolismo de las aflatoxinas en el hígado bajo la acción del citocromo P450 (Asim et al., 2011).
⇰ Estos compuestos se dirigen al ADN celular, el ARN, las proteínas y las membranas celulares, lo que provoca un deterioro del funcionamiento celular, daños en el ADN y estrés oxidativo (Abrar et al., 2013).
Muchos estudios han examinado el impacto de las aflatoxinas en el crecimiento y las funciones hepáticas de diferentes especies de peces.
La tilapia del Nilo alimentada con una dieta contaminada con 2mg/kg de AFB1 durante 14 semanas mostró una reducción significativa del peso corporal final, ganancia de peso, conversión alimenticia, proteína total, albúmina y niveles de globulina y un aumento significativo de la alanina transaminasa (ALT) y aspartato transaminasa (AST) en suero (Ayyat et al., 2018).
Las mismas especies de peces alimentados con una dieta que contenía 2,5 mg AFB1/kg mostraron un estado de estrés oxidativo manifestado por una reducción significativa del peso final, la ganancia de peso, la tasa de crecimiento específica, la ingesta total de alimento, el índice de conversión alimenticia y el índice de eficiencia proteica, así como una reducción significativa de las concentraciones séricas de catalasa (CAT) y glutatión (GSH).
Además, el hígado mostraba varios signos patológicos, como necrosis de los acinos pancreáticos con núcleos picnóticos y cariorrequécticos, así como degeneración hidrópica con cambio graso y cambios necróticos tempranos en la mayoría de los hepatocitos con congestión, hemorragia e infiltración linfocítica (Naiel et al., 2019).
La alimentación de la tilapia del Nilo con una dieta contaminada con una mezcla de aflatoxinas (AFs; AFB1, AFB2, AFG1, AFG2) a un nivel de 16 μg/kg aumentó la peroxidación lipídica y suprimió el sistema antioxidante donde aumentó significativamente el contenido de malondialdehído (MDA) y disminuyó significativamente la actividad de CAT, superóxido dismutasa (SOD) y el nivel de GSH (Zahran et al., 2020).
La trucha arco iris (Oncorhynchus mykiss) alimentada con una dieta que contenía 50 ppb de AFB1 durante 30 días mostró una disminución significativa del peso final, la ganancia de peso, la tasa de crecimiento específica y el índice de conversión alimenticia (Ghafarifarsani et al., 2021).
Del mismo modo, una dieta de 1,0 mg/kg de AFB1 afectó al crecimiento y causó estrés oxidativo a la lubina (Lateolabrax maculatus), ya que redujo el peso corporal final, la tasa de ganancia de peso, la tasa de crecimiento específica, la ingesta de alimentos, el factor de condición, el índice viscerosomático, el índice hepatosomático, al tiempo que aumentó los niveles de capacidad antioxidante total en suero (TAOC), SOD, CAT, MDA, fosfatasa alcalina (AKP) (Peng et al., 2021).
En un estudio más reciente, las dietas suplementadas con aflatoxina B1 a 1 mg/kg perjudicaron el rendimiento del crecimiento, las funciones hepatorrenales y la capacidad antioxidante del Morragute (Liza ramada), donde redujo significativamente el peso final, la ganancia de peso, la tasa específica de crecimiento, el índice de conversión alimenticia y los niveles de proteína sérica total, albúmina y globulina, al tiempo que aumentó significativamente la ALT y la AST (Khalafalla et al., 2022).
FUMONISINAS
La inclusión de 50 mg FB/kg de alimento en la dieta de alevines de tilapia del Nilo afectó su crecimiento al alterar la expresión hepática de ARNm de los genes del receptor de la hormona del crecimiento (GHR) y del factor de crecimiento similar a la insulina (IGF-1) (da Silva et al., 2019).
Además, la suplementación de una dieta que contenía 10,0 mg FB1/kg durante 56 días condujo a una reducción significativa del peso final, la ganancia de peso, la tasa de crecimiento específica y el índice de conversión alimenticia en juveniles de bagre (Heterobranchus longifilis) (Adeyemo et al., 2016b), y bagre (Clarias gariepinus) (Adeyemo et al., 2016a).
TRICOTECENOS
En muchos estudios se han señalado la alteración del crecimiento y el estrés oxidativo como consecuencias de la toxicidad de los tricotecenos.
La trucha arco iris (O. mykiss) mostró una disminución significativa en la ingesta de alimentos, aumento de peso, tasa de crecimiento y eficiencia alimentaria cuando se alimentó con dietas contaminadas con 2,6 ppm de (Hooft et al., 2011) y 2,1ppm (Hooft et al., 2019) DON durante 8 semanas.
La tilapia roja (O. niloticus × O. mossambicus) alimentada con trigo naturalmente contaminado con 41 mg/kg de DON durante 8 semanas mostró una disminución de la tasa de crecimiento, la ingesta de alimentos y la eficiencia alimentaria (Tola et al., 2015).
La exposición oral de la carpa al DON provocó la regulación a la baja de las enzimas de biotransformación, la activación de la alanina aminotransferasa y la reducción de varias enzimas implicadas en el ciclo del glutatión y la reducción del estrés oxidativo, junto con lesiones histopatológicas en el tejido hepático, como agregación de grasa, vacuolización e hiperemia (Pietsch y Burkhardt-Holm, 2015).
La alimentación de la trucha arco iris (O. mykiss) con una dieta que contenía 1,8 mg de toxina T2 /kg de alimento indujo estrés oxidativo en el hígado manifestado por el aumento de la glutatión-S-transferasa (GST), la glutatión reductasa (GR) y la glutatión peroxidasa (GPx) y la disminución de la actividad de la CAT y el deterioro de la función hepática que se hizo evidente por la disminución de los niveles séricos de proteína total, albúmina y la enzima fosfatasa alcalina (ALP) (Modra et al., 2018).
OCRATOXINAS
Se ha descrito ampliamente que las ocratoxinas (en particular la OTA) inducen los mismos efectos en el crecimiento y el sistema antioxidante de los peces. Por ejemplo, el rendimiento del crecimiento y el sistema antioxidante muscular de Tambaqui (Colossoma macropomum) juveniles se vieron afectados cuando se alimenta con una dieta contaminada con 1,6 mg de ocratoxina A (OTA)/kg de dieta durante 14 días, donde el aumento de peso, ganancia de peso diaria, tasa específica de crecimiento, y el porcentaje de eficiencia alimenticia se redujeron significativamente, mientras que el músculo ROS y la peroxidación lipídica (LPO) se incrementó significativamente (Baldissera et al., 2020c).
En la misma línea, la tilapia del Nilo alimentada con una dieta que contenía 80 μg de OTA/kg de pescado sufrió un deterioro del crecimiento y una alteración de la función hepática, donde el peso final, la ganancia de peso y la tasa específica de crecimiento se redujeron significativamente, mientras que la transaminasa glutámico-oxalacética (GOT) y la ALP aumentaron significativamente (Mansour et al., 2015).
Además, la OTA a un nivel de 4 u 8 mg de OTA/kg de dieta durante 56 días afectó el rendimiento del crecimiento del bagre de canal (Ictalurus punctatus) al disminuir significativamente la ingesta de alimento y perjudicar el índice de conversión alimenticia (Zahran et al., 2016).
La exposición de la carpa herbívora (Ctenopharyngodon idella) a 2406 µg de OTA/kg de dieta indujo un retraso del crecimiento evidente por una disminución significativa de la eficiencia alimentaria, el porcentaje de ganancia de peso y la tasa de crecimiento específica (Liu et al., 2020).
En un estudio más reciente, la suplementación de la dieta con OTA a una dosis de 1 mg/kg durante 8 semanas indujo retraso del crecimiento, insuficiencia hepática y depresión antioxidante en el salmonete de roca (L. ramada), donde la OTA redujo significativamente el peso corporal final, la ganancia de peso, la tasa específica de crecimiento y los niveles séricos de proteína total, albúmina y globulina, al tiempo que aumentó significativamente las pruebas de función hepática AST y ALT. Además, disminuyó significativamente las actividades de CAT, SOD y GPx y aumentó significativamente el contenido de MDA (Magouz et al., 2022).
ZEARALENONA
El efecto de la zearalenona sobre el crecimiento de los peces es variable, pudiendo favorecer o perjudicar el crecimiento, probablemente en función de su dosis y de la especie de pez.
La trucha arco iris alimentada con dieta que contenía ZEN a una dosis de 2 mg/kg de alimento dio lugar a una mayor eficiencia alimentaria y tasa de crecimiento (Woźny et al., 2019).
Los parámetros de crecimiento como el factor de condición, el índice hepatosomático, el índice gonadosomático y la actividad de la caspasa 3 no se alteraron significativamente en el pez cebra (Danio rerio) alimentado con dieta que contenía 10 µg de ZEN/L durante 21 días (Muthulakshmi et al., 2018a).
Los parámetros de crecimiento del pez dorado (Carassius auratus), incluidos el aumento de peso, la tasa específica de crecimiento, el índice de conversión alimenticia y la proteína corporal, no se alteraron significativamente tras alimentarlo con una dieta que contenía 500 ppb de ZEN durante 60 días (Hassanpour et al., 2021).
La exposición al ZEN (0,725 g/kg de dieta) durante 14 días perjudicó el rendimiento del crecimiento de la lubina europea (Dicentrarchus labrax) al disminuir significativamente el peso final, la ganancia de peso y la tasa específica de crecimiento (Abdel-Tawwab et al., 2020).
Aunque la primera respuesta de los peces a la exposición a la zearalenona, como cualquier contaminante ambiental, es la inducción de estrés oxidativo, se han reportado pocos estudios para estudiar su efecto sobre el sistema antioxidante. Sin embargo, se indujo estrés oxidativo en embriones de pez cebra (D. rerio) después de alimentarse con dieta que contenía 950 µg/L de ZEN, donde aumentó significativamente la producción de ROS y LPO y disminuyó significativamente las actividades de CAT, SOD, GPx y los niveles de GST y GSH (Muthulakshmi et al., 2018b).
En un estudio más reciente, la lubina europea (D. labrax) expuesta a ZEN (0,725 g/ kg de dieta) durante 4 semanas sufrió estrés oxidativo manifestado por una disminución significativa de las actividades SOD, CAT, GPx y un aumento significativo del contenido de MDA (Abdel-Tawwab et al., 2021).
Efectos de las micotoxinas en la inmunidad de los peces
Casi todas las micotoxinas suplementadas en dietas de peces en modelos experimentales indujeron inmunotoxicidad.
Los biomarcadores de inmunidad, incluidos los perfiles hematológicos y las respuestas inmunitarias innatas y adaptativas, se estudiaron ampliamente en peces para demostrar sus respuestas inmunitarias contra la toxicidad inducida por diferentes tipos de micotoxinas.
AFLATOXINAS
Las aflatoxinas inducen inmunotoxicidad al deteriorar las células inmunocompetentes, afectar a la producción de mediadores de la respuesta inmunitaria y alterar la inmunidad innata y adaptativa (Benkerroum, 2020).
El complemento (C3; COMP3) se redujo significativamente cuando se alimentó a la tilapia del Nilo con una dieta que contenía 2,5 mg AFB1/kg (Naiel et al., 2019).
La misma especie de pez mostró un título reducido de anticuerpos contra la vacuna de S. agalactiae cuando se alimentó con una dieta que contenía 3 ppm de AFB1 durante 6 semanas (Pumipuntu et al., 2013).
La expresión de los genes del factor de necrosis tumoral alfa (TNFα) y de la interleucina 8 (IL8) aumentó significativamente en la trucha arco iris (O. mykiss) tras ser alimentada con una dieta que contenía AFB1 a una dosis de 25 ppb (Ghafarifarsani et al., 2021).
La expresión de la interleucina1β (IL1β) y del factor de crecimiento transformante β (TGFβ) se reguló a la baja en la tilapia del Nilo alimentada con una dieta que contenía 200 ppb durante 16 semanas (Mahfouz, 2015).
La lubina china (Lateolabrax maculatus) alimentada con una dieta suplementada con 1mg/kg de AFB1 mostró un deterioro inmunológico manifestado por el aumento de la actividad de la lisozima sérica, la actividad de la lisozima hepática y el nivel de inmunoglobulina M (IgM) (Peng et al., 2021).
La tilapia del Nilo alimentada con dieta contaminada con 2mg/kg de AFB1 durante 14 semanas sufrió alteraciones en las respuestas hematológicas e inmunológicas manifestadas por una reducción significativa de los glóbulos rojos (GR), del contenido de hemoglobina (Hb) y un aumento del recuento de glóbulos blancos (WBC) (Ayyat et al., 2018).
La tilapia del Nilo alimentada con una dieta contaminada con una mezcla de aflatoxinas (AFs; AFB1 y 2, AFG1 y 2) a una dosis de 16 μg/ kg sufrió de inmunosupresión manifestada por una disminución significativa de RBCs, Hb, y volumen celular empaquetado (PCV) y cambios en la dinámica de los recuentos de leucocitos (específicamente neutrófilos), además de una disminución significativa de la lisozima sérica y la actividad bactericida (Zahran et al., 2020).
En un estudio más reciente, las dietas suplementadas con aflatoxina B1 a 1 mg/ kg perjudicaron el perfil hematológico del morragute (L. ramada), donde redujeron significativamente el recuento de Hb, RBCs y WBCs (Khalafalla et al., 2022).
ZEARALENONA
La zearalenona afecta a las respuestas inmunitarias de los peces al imitar la acción de los esteroides sexuales endógenos sobre los receptores de estrógenos (ERS) de las células inmunitarias.
⇰ Se han identificado ERS en muchos componentes inmunitarios de diferentes especies de peces, lo que permite una vía para que los xenoesteroides induzcan sus efectos e influyan en las funciones inmunitarias y causen estimulación o supresión inmunitaria (Zahran et al., 2021).
La contaminación por ZEN a una dosis de 0,725 mg/kg en la dieta de la lubina europea durante 4 semanas indujo una anemia hipocrómica macrocítica con valores significativamente reducidos de glóbulos rojos, Hb, hematocrito (Ht) y concentración media de hemoglobina corpuscular (MCHC), junto con elevaciones significativas de los valores de volumen corpuscular medio (MCV) y hemoglobina corpuscular media (MCH).
Asimismo, se ha descrito linfopenia, monocitosis, leucopenia, eosinofilia, neutrofilia y trombocitopenia con una reducción drástica del recuento de glóbulos blancos, además de una reducción significativa de la actividad de la lisozima sérica (Abdel-Tawwab et al., 2020).
En otro estudio con especies de peces similares y condiciones experimentales parecidas, el ZEN indujo una disminución significativa de las inmunoglobulinas séricas totales, una regulación a la baja significativa de los genes de la interleucina 4 (IL-4) y la interleucina 1 beta (IL-1β), y una regulación al alza significativa de los genes del factor de necrosis tumoral alfa (TNF-α) y la proteína de choque térmico 70 (HSP70) en el hígado y el riñón anterior (Abdel-Tawwab et al., 2021).
La zearalenona indujo un estado de inmunocompromiso a través de la vía TOR/ NF/κB y agravó la propagación de Aeromonas hydrophila al intestino de la carpa herbívora (Ctenopharyngodon idella), donde la exposición a 2507 μg de ZEN/kg de dieta durante 70 días redujo la transcripción de β-defensina-1, la hepcidina, el péptido antimicrobiano 2A/2B expresado en el hígado (LEAP-2A/2B) y la mucina-2, lo que provocó la invasión de la barrera intestinal por las bacterias, que se demostró por la activación del factor nuclear κB (NF-κB) y la expresión de citoquinas descendentes (Zhang et al., 2021).
La zearalenona puede tener propiedades inmunitarias específicas de los tejidos, donde la exposición de la trucha arco iris a 2 mg de ZEN/Kg de alimento durante 72 semanas indujo respuestas inmunomoduladoras en el bazo y el hígado con un aumento significativo en la expresión de IL-4, IL-17 e interferón gamma (IFNy), mientras que tuvo un efecto inmunosupresor en el riñón con una expresión de IL-17 e IFNγ significativamente disminuida. También mejoró las respuestas inmunitarias innatas y adaptativas con un aumento significativo de los recuentos de linfocitos y trombocitos en sangre (Woźny et al., 2019).
En un experimento con carpas juveniles, los peces expuestos al ZEN en dosis de 0,62 y 0,80 mg/kg de alimento durante 4 semanas presentaron un aumento significativo de granulocitos y una disminución de monocitos en la sangre. Un análisis más detallado de los leucocitos aislados de la cabeza y el riñón del tronco de estos peces reveló que la exposición a la dosis baja y media de ZEN (0,33 y 0,62 mg/kg) aumentó el estallido respiratorio de las células inmunitarias, mientras que la dosis más alta (0,80 mg/kg) disminuyó esta respuesta (Pietsch et al., 2015b).
FUMONISINAS
Se ha informado de que las fumonisinas, en particular la FB1, inducen inmunotoxicidad en los peces, donde la exposición dietética del siluro plateado a 6,2 mg/kg de FB1 en el pienso durante 30 días generó un perfil proinflamatorio que contribuyó al deterioro de las respuestas inmunitarias e inflamatorias, a través de la reducción de la actividad de la trifosfato difosfohidrolasa esplénica (NTPDasa) y del recuento de trombocitos en la sangre total (Baldissera et al., 2020a).
Los peces cláridos (H. longifilis) alimentados con una dieta que contenía 40mg/Kg de FB1 durante 56 días manifestaron un aumento significativo del recuento de eritrocitos y una disminución significativa de la concentración de Hb y del recuento de leucocitos (Adeyemo et al., 2016b).
El FB1, en combinación con el ZEN a una dosis subletal, ejerció un efecto tóxico sobre las respuestas inmunitaria y antioxidante en embriones de pez cebra, en los que las actividades de la CAT, la caspasa-3 y la enzima de detoxificación citocromos P450 (CYP450) así como las expresiones de seis genes (Mn-sod, cas9, bax, cc-chem, ERα y crh) asociados con el estrés oxidativo, la apoptosis celular, el sistema inmunitario y el sistema endocrino se alteraron significativamente (Yang et al., 2021).
TRICOTECENOS
Los tricotecenos también están implicados en la alteración de la respuesta inmunitaria de los peces.
La carpa común (C. carpio) sufrió anemia, leucopenia y alteraciones de la respuesta inmunitaria cuando se alimentó con una dieta que contenía 5,3 mg/kg de toxina T-2 durante un mes, en la que disminuyeron la Hb, RBC, PCV y WBC, incluidos los linfocitos y neutrófilos, el estallido oxidativo de los fagocitos y el nivel total de inmunoglobulinas y aumentó significativamente la activación del complemento (Matejova et al., 2017a).
La trucha arco iris (O. mykiss) expuesta a 1,8 mg/kg de toxina T2 durante 28 días manifestó una disminución significativa de la concentración de Hb y de la actividad bactericida y un aumento significativo del recuento de eritrocitos, leucocitos totales y linfocitos (Modra et al., 2020).
La exposición de la carpa (Cyprinus carpio) al DON a una dosis de 953 μg/kg de alimento durante 56 días alteró las respuestas inmunitarias innatas, ya que aumentó significativamente la expresión de genes proinflamatorios (IFNγ, TNFα-2, Il-8, iNOS) y antiinflamatorios (il-10, arg-1 y arg-2) relacionados con la inmunidad en diferentes órganos, incluidos el riñón principal, el riñón principal, el bazo, el hígado y el intestino en diferentes momentos después de la exposición. Además, la exposición subcrónica (26 días de tratamiento DON) dio lugar a la activación de arginasas, culminando en el aumento de la actividad arginasa en leucocitos de riñón de cabeza (Pietsch et al., 2015a).
OCRATOXINAS
Varios estudios han investigado la inmunotoxicidad de las ocratoxinas, principalmente la OTA, en diferentes especies de peces.
La exposición a la OTA a una dosis de 2,4 mg/kg causó la proliferación de células inmunes en el bazo del salmón del Atlántico (S. salar) demostrada por un aumento significativo de la expresión de ARNm de dos marcadores inmunes, IFNγ y Ki67 (Bernhoft et al., 2018).
La exposición a una dosis de 8 mg de OTA/kg de dieta aumentó la susceptibilidad del bagre de canal (I. punctatus) al moho acuático experimental Saprolegnia (Zahran et al., 2016). El perfil hematológico de la tilapia del Nilo se alteró tras la exposición a 600 µg de OTA/kg en la dieta, lo que redujo significativamente el RBC, la Hb, el Hct, el MCV, el MCH y el MCHC (Shalaby y Abbassa, 2009).
La alimentación con dietas que contenían 80 y 160 µg de OTA/kg de peso corporal causó inmunosupresión innata y adaptativa en la tilapia del Nilo, manifestada por una reducción significativa en los glóbulos blancos, linfocitos, actividad fagocítica, índice fagocítico, junto con una reducción significativa dependiente de la dosis en los títulos de anticuerpos contra la vacunación con bacterina de A. hydrophila (Mansour et al., 2016).
Efectos de las micotoxinas en la reproducción de los peces
La zearalenona es la micotoxina más común y potente que afecta a la reproducción de los peces debido a su naturaleza xenosteroidal.
Muchos estudios informaron del efecto tóxico de la zearalenona en el sistema reproductor del pez cebra (D. rerio) como modelo experimental. Las hembras de pez cebra expuestas a 10 μg/L de zearalenona durante 21 días mostraron una disminución significativa de los parámetros gonadosomáticos, un aumento de las actividades de la caspasa 3 y de la expresión de vitelogenina (Vtg), y una regulación al alza significativa de los genes del receptor α de estrógenos (Erα), Vtg, receptor de la hormona luteinizante, proteína reguladora aguda esteroidogénica, 3β-HSD, 17β-HSD, CYP19a1 y CYP19a1b. Además de atresia ovocitaria y desprendimiento de la membrana ovocitaria en ovarios (Muthulakshmi et al., 2018a).
La zearalenona indujo la expresión del ARNm de vtg-1 de forma dependiente de la concentración tras 120 h de exposición (Bakos et al., 2013).
La exposición de los mismos peces a 1000 ng ZEN/L durante 21 días redujo la frecuencia relativa de desove y la fecundidad relativa y aumentó el nivel plasmático de VTG en los machos (Schwartz et al., 2010).
La exposición a una concentración subletal de ZEN redujo significativamente el contenido de T3, T4 y VTG (Yang et al., 2021).
En una especie de pez diferente, la trucha arco iris macho, la zearalenona indujo una alta concentración de espermatozoides y altos niveles de vitelogenina en plasma e indujo un desarrollo ovárico temprano en las hembras (Woźny et al., 2020).
FUMONISINAS
Casi no existen estudios sobre la toxicidad reproductiva de otras micotoxinas. Sin embargo, la tilapia del Nilo alimentada con una dieta que contenía 2000 μg AFB1/kg de dieta durante 24 semanas mostró un rendimiento reproductivo deteriorado caracterizado por una reducción significativa en la fecundidad relativa y el índice gonadosomático (GSI) en las hembras y diferencias significativas en GSI, testosterona, recuento de lecha y motilidad en los machos (Marijani et al., 2019).
CONCLUSIONES
Las micotoxinas se encuentran entre los agentes cancerígenos más potentes. Su ingestión a través de la dieta puede plantear riesgos para la salud a largo plazo, como enfermedades hepáticas y renales y supresión del sistema inmunitario.
Dado que el efecto tóxico de las micotoxinas puede depender del tipo y la cantidad de contenido de micotoxinas en el pienso, pero también de la duración de la exposición, la especie animal, el sexo y la edad, es necesario mantener una norma para realizar las pruebas sobre la duración de los experimentos.
⇰ Esta revisión esboza una aproximación a la aparición de piensos contaminados con micotoxinas, así como a los efectos tóxicos que éstas pueden producir en el pescado y sus residuos en la carne y los órganos.
Las aflatoxinas (B1, B2, G1, G2 y M1), la ocratoxina A y las toxinas producidas por los mohos Fusarium (FB1, FB2 y FB3; tricotecenos como el deoxinivalenol, la toxina T-2 y HT-2 y el ZEN) son las micotoxinas que más preocupan desde el punto de vista de la seguridad alimentaria en los productos de origen animal, pero en los estudios realizados con diferentes especies de peces, las AFBs son la micotoxina más estudiada.
Las consecuencias de la contaminación por micotoxinas en la alimentación de los peces son similares a las observadas en otras especies animales destinadas al consumo humano, y están directamente relacionadas con las pérdidas de producción, en particular con la reducción de la ganancia de peso y de la conversión alimenticia, pero también con el deterioro inmunitario y las lesiones orgánicas. Por lo tanto, es necesario extremar las precauciones en la producción y el almacenamiento de alimentos para animales.
BIBLIOGRAFÍA
Abdel-Tawwab, M., Khalifa, E., Diab, A.M., Khallaf, M.A., Abdel-Razek, N., Khalil, R.H., 2020. Dietary garlic and chitosan alleviated zearalenone toxic effects on performance, immunity, and challenge of European sea bass, Dicentrarchus labrax, to Vibrio alginolyticus infection. Aquaculture International 28, 493-510.
Abdel-Tawwab, M., Khalil, R.H., Diab, A.M., Khallaf, M.A., Abdel-Razek, N., Abdel-Latif, H.M., Khalifa, E., 2021. Dietary garlic and chitosan enhanced the antioxidant capacity, immunity, and modulated the transcription of HSP70 and Cytokine genes in Zearalenone-intoxicated European seabass. Fish & Shellfish Immunology 113, 35-41.
Abrar, M., Anjum, F.M., Butt, M.S., Pasha, I., Randhawa, M.A., Saeed, F., Waqas, K., 2013. Aflatoxins: biosynthesis, occurrence, toxicity, and remedies. Critical reviews in food science and nutrition 53, 862-874.
Adeyemo, B.T., Oloyede, T.L., Ogeh, A.V., Orkuma, C.J., 2016a. Growth performance and serum lipids profile of Clarias gariepinus catfish following experimental dietary exposure to fumonisin B1. Open Journal of Veterinary Medicine 6, 127-138.
Adeyemo, B.T., Tiamiyu, L.O., Ayuba, V.O., Cheikyula, J.O., 2016b. Effects of dietary fumonisin B1 on haematology and growth performance of the clariid fish Heterobranchus longifilis. J. Agric. Vet. Sci 9, 26-33.
Ahmad, A., Abdullah, S.R.S., Hasan, H.A., Othman, A.R., Ismail, N.I., 2021. Aquaculture industry: Supply and demand, best practices, effluent and its current issues and treatment technology. Journal of environmental management 287, 112271.
ALTUĞ, G., ÖZYURT, G., 2003. Level of aflatoxin in some fish feeds from fish farming processes, feed factories and imported feeds. Turkish Journal of Veterinary & Animal Sciences 27, 1247-1252.
Amuzie, C.J., Pestka, J.J., 2010. Suppression of insulin-like growth factor acid-labile subunit expression—A novel mechanism for deoxynivalenol- induced growth retardation. Toxicological Sciences 113, 412-421.
Arunachalam, C., Doohan, F.M., 2013. Trichothecene toxicity in eukaryotes: Cellular and molecular mechanisms in plants and animals. Toxicology letters 217, 149-158.
Asim, M., Sarma, M.P., Thayumanavan, L., Kar, P., 2011. Role of aflatoxin B1 as a risk for primary liver cancer in north Indian population. Clinical biochemistry 44, 1235-1240.
Ayala, A., Muñoz, M.F., Argüelles, S., 2014. Lipid peroxidation: production, metabolism, and signaling mechanisms of malondialdehyde and 4-hydroxy-2-nonenal. Oxidative medicine and cellular longevity 2014.
Ayyat, M.S., Ayyat, A.M.N., Al-Sagheer, A.A., El-Hais, A.E.-A.M., 2018. Effect of some safe feed additives on growth performance, blood biochemistry, and bioaccumulation of aflatoxin residues of Nile tilapia fed aflatoxin-B1 contaminated diet. Aquaculture 495, 27-34.
Bakos, K., Kovács, R., Staszny, Á., Sipos, D.K., Urbányi, B., Müller, F., Csenki, Z., Kovács, B., 2013. Developmental toxicity and estrogenic potency of zearalenone in zebrafish (Danio rerio). Aquatic Toxicology 136-137, 13-21.
Baldissera, M.D., Souza, C.F., da Silva, H.N.P., Henn, A.S., Duarte, F.A., da Costa, S.T., Da Silva, A.S., Baldisserotto, B., 2020a. Diphenyl diselenide modulates splenic purinergic signaling in silver catfish fed diets contaminated with fumonisin B1: An attempt to improve immune and hemostatic responses. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology 227, 108624.
Baldissera, M.D., Souza, C.F., da Silva, H.N.P., Zeppenfeld, C.C., Dornelles, J.L., Henn, A.S., Duarte, F.A., da Costa, S.T., Da Silva, A.S., Cunha, M.A., 2020b. Diphenyl diselenide dietary supplementation protects against fumonisin B1-induced oxidative stress in brains of the silver catfish Rhamdia quelen. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology 231, 108738.
Baldissera, M.D., Souza, C.F., da Silva, J.A., Barroso, D.C., Glória, E.M., Mesadri, J., Wagner, R., Baldisserotto, B., Val, A.L., 2020c. Dietary ochratoxin A (OTA) decreases growth performance and impairs muscle antioxidant system and meat fatty acid profiles in juvenile tambaqui (Colossoma macropomum). Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology 236, 108803.
Bautista, M.N., Lavilla‐Pitogo, C.R., Subosa, P.F., Begino, E.T., 1994. Aflatoxin B1 contamination of shrimp feeds and its effect on growth and hepatopancreas of pre‐adult Penaeus monodon. Journal of the Science of Food and Agriculture 65, 5-11. Benkerroum, N., 2020. Chronic and acute toxicities of aflatoxins: Mechanisms of action. International journal of environmental research and public health 17, 423.
Bernhoft, A., Høgåsen, H.R., Rosenlund, G., Moldal, T., Grove, S., Berntssen, M.H., Thoresen, S.I., Alexander, J., 2018. Effects of dietary deoxynivalenol or ochratoxin A on performance and selected health indices in Atlantic salmon (Salmo salar). Food and Chemical Toxicology 121, 374-386.
Bintvihok, A., Ponpornpisit, A., Tangtrongpiros, J., Panichkriangkrai, W., Rattanapanee, R., Doi, K., Kumagai, S., 2003. Aflatoxin contamination in shrimp feed and effects of aflatoxin addition to feed on shrimp production. Journal of food protection 66, 882-885.
Chen, C., Wu, F., 2017. The need to revisit ochratoxin A risk in light of diabetes, obesity, and chronic kidney disease prevalence. Food and Chemical Toxicology 103, 79-85.
Chen, J., Wei, Z., Wang, Y., Long, M., Wu, W., Kuca, K., 2021. Fumonisin B1: Mechanisms of toxicity and biological detoxification progress in animals. Food and chemical toxicology 149, 111977.
Creppy, E., Størmer, F., Kern, D., Röschenthaler, R., Dirheimer, G., 1983. Effects of ochratoxin A metabolites on yeast phenylalanyl-tRNA synthetase and on the growth and in vivo protein synthesis of hepatoma cells. Chemico-biological interactions 47, 239-247.
da Rocha, M.E.B., Freire, F.d.C.O., Maia, F.E.F., Guedes, M.I.F., Rondina, D., 2014. Mycotoxins and their effects on human and animal health. Food Control 36, 159-165.
da Silva, S.C.C., Lala, B., de Oliveira Carniatto, C.H., Schamber, C.R., Nascimento, C.S., Braccini, G.L., Porto, C., Roldi, G., Tanamati, F., Gasparino, E., 2019. Fumonisin affects performance and modulates the gene expression of IGF-1 and GHR in Nile tilapia fingerlings and juveniles. Aquaculture 507, 233-237.
De Boevre, M., Di Mavungu, J.D., Landschoot, S., Audenaert, K., Eeckhout, M., Maene, P., Haesaert, G., De Saeger, S., 2012. Natural occurrence of mycotoxins and their masked forms in food and feed products. World Mycotoxin Journal 5, 207-219.
Deng, Y., Wang, Y., Deng, Q., Sun, L., Wang, R., Ye, L., Tao, S., Liao, J., Gooneratne, R., 2021. Fungal diversity and mycotoxin contamination in dried fish products in Zhanjiang market, China. Food control 121, 107614.
Dhanasekaran, D., Shanmugapriya, S., Thajuddin, N., Panneerselvam, A., 2011. Aflatoxins and aflatoxicosis in human and animals. Aflatoxins- Biochemistry and Molecular Biology 10, 221-254.
Duarte, S.C., Lino, C.M., Pena, A., 2012. Food safety implications of ochratoxin A in animal-derived food products. The Veterinary Journal 192, 286-292.
Edite Bezerra da Rocha, M., Freire, F.d.C.O., Erlan Feitosa Maia, F., Izabel Florindo Guedes, M., Rondina, D., 2014. Mycotoxins and their effects on human and animal health. Food Control 36, 159-165.
Fegan, D., Spring, P. 2007. Recognizing the reality of the aquaculture mycotoxin problem: searching for a common and effective solution. In: Nutritional biotechnology in the feed and food industries: Proceedings of Alltech’s 23rd Annual Symposium. The new energy crisis: food, feed or fuel?, 343-354.
Gan, F., Hou, L., Xu, H., Liu, Y., Chen, X., Huang, K., 2022. PCV2 infection aggravates OTA-induced immunotoxicity in vivo and in vitro. Ecotoxicology and Environmental Safety 235, 113447.
Ghafarifarsani, H., Kachuei, R., Imani, A., 2021. Dietary supplementation of garden thyme essential oil ameliorated the deteriorative effects of aflatoxin B1 on growth performance and intestinal inflammatory status of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Aquaculture 531, 735928.
Gonçalves, R.A., Naehrer, K., Santos, G.A., 2018. Occurrence of mycotoxins in commercial aquafeeds in Asia and Europe: a real risk to aquaculture? Reviews in Aquaculture 10, 263-280.
Greco, M., Pardo, A., Pose, G., 2015. Mycotoxigenic fungi and natural co-occurrence of mycotoxins in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) feeds. Toxins 7, 4595-4609.
HASSANPOUR, S., Sarvi Moghanlou, K., Razi, M., Imani, A., 2021. Alterations in growth indices and body composition of goldfish (Carassius auratus) fed on diets contaminated with different levels of Aflatoxin B1 and Zearalenone toxins. Journal of Fisheries 74, 153-163.
Hassen, W., Abid, S., Achour, A., Creppy, E., Bacha, H., 2004. Ochratoxin A and β2-microglobulinuria in healthy individuals and in chronic interstitial nephropathy patients in the centre of Tunisia: a hot spot of Ochratoxin A exposure. Toxicology 199, 185-193.
Hooft, J.M., Encarnação, P., Bureau, D.P., 2011. Rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) is extremely sensitive to the feed-borne Fusarium mycotoxin deoxynivalenol (DON). Aquaculture 311, 224-232.
Hooft, J.M., Ferreira, C., Lumsden, J.S., Sulyok, M., Krska, R., Bureau, D.P., 2019. The effects of naturally occurring or purified deoxynivalenol (DON) on growth performance, nutrient utilization and histopathology of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Aquaculture 505, 319-332.
Hope, J.H., Hope, B.E., 2012. A review of the diagnosis and treatment of Ochratoxin A inhalational exposure associated with human illness and kidney disease including focal segmental glomerulosclerosis. Journal of Environmental and Public Health 2012.
Jackson, A., 2012. Fishmeal and fish oil and its role in sustainable aquaculture. International aquafeed 15, 18-21. Jørgensen, K., Petersen, A., 2002. Content of ochratoxin A in paired kidney and meat samples from healthy Danish slaughter pigs. Food Additives & Contaminants 19, 562-567.
Juraschek, L.M., Kappenberg, A., Amelung, W., 2022. Mycotoxins in soil and environment. The Science of the total environment 814, 152425. Kar, S., Sangem, P., Anusha, N., Senthilkumaran, B., 2021. Endocrine disruptors in teleosts: Evaluating environmental risks and biomarkers. Aquaculture and Fisheries 6, 1-26.
Khalafalla, M.M., Zayed, N.F., Amer, A.A., Soliman, A.A., Zaineldin, A.I., Gewaily, M.S., Hassan, A.M., Van Doan, H., Tapingkae, W., Dawood, M.A., 2022. Dietary Lactobacillus acidophilus ATCC 4356 Relieves the Impacts of Aflatoxin B1 Toxicity on the Growth Performance, Hepatorenal Functions, and Antioxidative Capacity of Thinlip Grey Mullet (Liza ramada)(Risso 1826). Probiotics and Antimicrobial Proteins 14, 189-203.
Koletsi, P., Schrama, J.W., Graat, E.A., Wiegertjes, G.F., Lyons, P., Pietsch, C., 2021. The Occurrence of Mycotoxins in Raw Materials and Fish Feeds in Europe and the Potential Effects of Deoxynivalenol (DON) on the Health and Growth of Farmed Fish Species—A Review. Toxins 13, 403.
Lala, B., Santos, C., Roldi, G., Roça, R., Sampaio, G., Garcia, A., Garrido, B., Ricci, G., Refundini, G., Braccini, G., 2021. Fumonisins alter redox balance in Nile tilapia fingerlings. Aquaculture 530, 735735.
Li, J., Wang, Y., Deng, Y., Wang, X., Wu, W., Nepovimova, E., Wu, Q., Kuca, K., 2022. Toxic mechanisms of the trichothecenes T-2 toxin and deoxynivalenol on protein synthesis. Food and Chemical Toxicology, 113044.
Limonciel, A., Jennings, P., 2014. A review of the evidence that ochratoxin A is an Nrf2 inhibitor: implications for nephrotoxicity and renal carcinogenicity. Toxins 6, 371-379. Liu, X., Wu, P., Jiang, W.-D., Liu, Y., Jiang, J., Kuang, S.-Y., Tang, L., Zhou, X.-Q., Feng, L., 2020. Effects of dietary ochratoxin a on growth performance and intestinal apical junctional complex of juvenile grass carp (Ctenopharyngodon idella). Toxins 13, 11.
Longobardi, C., Damiano, S., Andretta, E., Prisco, F., Russo, V., Pagnini, F., Florio, S., Ciarcia, R., 2021. Curcumin Modulates Nitrosative Stress, Inflammation and DNA Damage and Protects against Ochratoxin A-Induced Hepatotoxicity and Nephrotoxicity in Rats. Antioxidants 10, 1239.
Magouz, F., Abu-Ghanima, H., Zaineldin, A.I., Gewaily, M.S., Soliman, A., Amer, A.A., Moustafa, E.M., Younis, E.M., Abdel-Warith, A.-W.A., Davies, S.J., 2022. Dietary Bacillus subtilis relieved the growth retardation, hepatic failure, and antioxidative depression induced by ochratoxin A in Thinlip Mullet (Liza ramada). Aquaculture Reports 22, 100984.
Mahfouz, M., 2015. Ameliorative effect of curcumin on aflatoxin B1-induced changes in liver gene expression of Oreochromis niloticus. Molecular Biology 49, 275-286.
Mansour, A., Soliman, M., Srour, T., Nour, A., 2016. EVALUATE THE ABILITY OF DIETARY ACTIVE YEAST TO ALLEVIATE NEGATIVE EFFECT OF OCHRATOXIN A (OTA) ON NILE TILAPIA (OREOCHROMIS NILOTICUS) FINGERLINGS. Egyptian Journal of Nutrition and Feeds 19, 147-159.
Mansour, T., Omar, A., Soliman, K., Srour, T., Nour, A., 2015. The antagonistic effect of whey on ochratoxin a toxicity on the growth performance, feed utilization, liver and kidney functions of Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Middle East. J. Appl. Sci 5, 176-183.
Marijani, E., Charo-Karisa, H., Gnonlonfin, G.J.B., Kigadye, E., Okoth, S., 2019. Effects of aflatoxin B1 on reproductive performance of farmed Nile tilapia. International Journal of Veterinary Science and Medicine 7, 35-42.
Marijani, E., Wainaina, J.M., Charo-Karisa, H., Nzayisenga, L., Munguti, J., Gnonlonfin, G.J.B., Kigadye, E., Okoth, S., 2017. Mycoflora and mycotoxins in finished fish feed and feed ingredients from smallholder farms in East Africa. The Egyptian Journal of Aquatic Research 43, 169-176.
Marroquín-Cardona, A., Johnson, N., Phillips, T., Hayes, A., 2014. Mycotoxins in a changing global environment–a review. Food and Chemical Toxicology 69, 220-230.
Matejova, I., Faldyna, M., Modra, H., Blahova, J., Palikova, M., Markova, Z., Franc, A., Vicenova, M., Vojtek, L., Bartonkova, J., 2017a. Effect of T-2 toxin-contaminated diet on common carp (Cyprinus carpio L.). Fish & shellfish immunology 60, 458-465.
Matejova, I., Svobodova, Z., Vakula, J., Mares, J., Modra, H., 2017b. Impact of mycotoxins on aquaculture fish species: a review. Journal of the world aquaculture society 48, 186-200.
Modra, H., Palikova, M., Hyrsl, P., Bartonkova, J., Papezikova, I., Svobodova, Z., Blahova, J., Mares, J., 2020. Effects of trichothecene mycotoxin T-2 toxin on haematological and immunological parameters of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Mycotoxin research 36, 319-326.
Modra, H., Sisperova, E., Blahova, J., Enevova, V., Fictum, P., Franc, A., Mares, J., Svobodova, Z., 2018. Elevated concentrations of T‐2 toxin cause oxidative stress in the rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Aquaculture Nutrition 24, 842-849.
Muthulakshmi, S., Hamideh, P.F., Habibi, H.R., Maharajan, K., Kadirvelu, K., Mudili, V., 2018a. Mycotoxin zearalenone induced gonadal impairment and altered gene expression in the hypothalamic–pituitary–gonadal axis of adult female zebrafish (Danio rerio). Journal of Applied Toxicology 38, 1388-1397.
Muthulakshmi, S., Maharajan, K., Habibi, H.R., Kadirvelu, K., Venkataramana, M., 2018b. Zearalenone induced embryo and neurotoxicity in zebrafish model (Danio rerio): Role of oxidative stress revealed by a multi biomarker study. Chemosphere 198, 111-121.
Mwihia, E.W., Lyche, J.L., Mbuthia, P.G., Ivanova, L., Uhlig, S., Gathumbi, J.K., Maina, J.G., Eshitera, E.E., Eriksen, G.S., 2020. Co-Occurrence and levels of mycotoxins in fish feeds in Kenya. Toxins 12, 627.
Nácher-Mestre, J., Serrano, R., Beltrán, E., Pérez-Sánchez, J., Silva, J., Karalazos, V., Hernandez, F., Berntssen, M.H., 2015. Occurrence and potential transfer of mycotoxins in gilthead sea bream and Atlantic salmon by use of novel alternative feed ingredients. Chemosphere 128, 314-320.
Naiel, M.A., Ismael, N.E., Shehata, S.A., 2019. Ameliorative effect of diets supplemented with rosemary (Rosmarinus officinalis) on aflatoxin B1 toxicity in terms of the performance, liver histopathology, immunity and antioxidant activity of Nile Tilapia (Oreochromis niloticus). Aquaculture 511, 734264.
Oliveira, M., Vasconcelos, V., 2020. Occurrence of mycotoxins in fish feed and its effects: A review. Toxins 12, 160. Omotayo, O.P., Omotayo, A.O., Mwanza, M., Babalola, O.O., 2019. Prevalence of mycotoxins and their consequences on human health. Toxicological research 35, 1-7.
Patriarca, A., Pinto, V.F., 2017. Prevalence of mycotoxins in foods and decontamination. Current Opinion in Food Science 14, 50-60.
Peng, K., Chen, B., Zhao, H., Huang, W., 2021. Toxic Effects of Aflatoxin B1 in Chinese Sea Bass (Lateolabrax maculatus). Toxins 13, 844.
Pietsch, C., 2020. Risk assessment for mycotoxin contamination in fish feeds in Europe. Mycotoxin research 36, 41-62.
Pietsch, C., Burkhardt-Holm, P., 2015. Feed-borne exposure to deoxynivalenol leads to acute and chronic effects on liver enzymes and histology in carp. World Mycotoxin Journal 8, 619-627.
Pietsch, C., Katzenback, B.A., Garcia-Garcia, E., Schulz, C., Belosevic, M., Burkhardt-Holm, P., 2015a. Acute and subchronic effects on immune responses of carp (Cyprinus carpio L.) after exposure to deoxynivalenol (DON) in feed. Mycotoxin research 31, 151-164.
Pietsch, C., Kersten, S., Burkhardt-Holm, P., Valenta, H., Dänicke, S., 2013. Occurrence of deoxynivalenol and zearalenone in commercial fish feed: an initial study. Toxins (Basel) 5, 184-192.
Pietsch, C., Kersten, S., Valenta, H., Dänicke, S., Schulz, C., Burkhardt-Holm, P., Junge, R., 2015b. Effects of dietary exposure to zearalenone (ZEN) on carp (Cyprinus carpio L.). Toxins 7, 3465 3480.
Proctor, R.H., McCormick, S.P., Kim, H.-S., Cardoza, R.E., Stanley, A.M., Lindo, L., Kelly, A., Brown, D.W., Lee, T., Vaughan, M.M., 2018. Evolution of structural diversity of trichothecenes, a family of toxins produced by plant pathogenic and entomopathogenic fungi. PLoS pathogens 14, e1006946.
Pumipuntu, N., Tengjaroenkul, B., Pimpukdee, K., 2013. Effects of diet containing aflatoxin B1 and fumonisin B1 on hematology, immune response and histopathology in nile tilapia. KKU Veterinary Journal (Thailand).
Rahimtula, A., Chong, X., 1991. Alterations in calcium homeostasis as a possible cause of ochratoxin A nephrotoxicity. IARC Scientific Publications, 207-214.
Rogowska, A., Pomastowski, P., Sagandykova, G., Buszewski, B., 2019. Zearalenone and its metabolites: Effect on human health, metabolism and neutralisation methods. Toxicon 162, 46-56.
Rushing, B.R., Selim, M.I., 2017. Structure and oxidation of pyrrole adducts formed between aflatoxin B2a and biological amines. Chemical research in toxicology 30, 1275-1285.
Schwartz, P., Thorpe, K.L., Bucheli, T.D., Wettstein, F.E., Burkhardt-Holm, P., 2010. Short-term exposure to the environmentally relevant estrogenic mycotoxin zearalenone impairs reproduction in fish. Science of The Total Environment 409, 326-333.
Scott, P., 2012. Recent research on fumonisins: a review. Food additives & contaminants: part A 29, 242-248.
Shalaby, A.M., Abbassa, A.H., 2009. The opposing effect of ascorbic acid (vitamin C) on ochratoxin toxicity in Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Acta Polenica 2, 18-22.
Shin, H.S., Lee, H.J., Pyo, M.C., Ryu, D., Lee, K.-W., 2019. Ochratoxin A-induced hepatotoxicity through phase I and phase II reactions regulated by AhR in liver cells. Toxins 11, 377.
Stiborová, M., Arlt, V.M., Schmeiser, H.H., 2016. Balkan endemic nephropathy: an update on its aetiology. Archives of toxicology 90, 2595-2615.
Stoev, S.D., 2022. Studies on teratogenic effect of ochratoxin A given via mouldy diet in mice in various sensitive periods of the pregnancy and the putative protection of phenylalanine. Toxicon 210, 32-38.
Tacon, A.G., Hasan, M.R., Metian, M., 2011. Demand and supply of feed ingredients for farmed fish and crustaceans: trends and prospects. FAO Fisheries and Aquaculture technical paper, I.
Tacon, A.G., Metian, M., 2008. Aquaculture feed and food safety: the role of the food and agriculture organization and the Codex Alimentarius. Annals of the New York Academy of Sciences 1140, 50-59.
Taheur, F.B., Fedhila, K., Chaieb, K., Kouidhi, B., Bakhrouf, A., Abrunhosa, L., 2017. Adsorption of aflatoxin B1, zearalenone and ochratoxin A by microorganisms isolated from Kefir grains. International journal of food microbiology 251, 1-7.
Tola, S., Bureau, D.P., Hooft, J.M., Beamish, F.W., Sulyok, M., Krska, R., Encarnação, P., Petkam, R., 2015. Effects of wheat naturally contaminated with Fusarium mycotoxins on growth performance and selected health indices of red tilapia (Oreochromis niloticus× O. mossambicus). Toxins 7, 1929-1944.
Varga, J., Frisvad, J.C., Samson, R., 2011. Two new aflatoxin producing species, and an overview of Aspergillus section Flavi. Studies in mycology 69, 57-80.
Vila-Donat, P., Marín, S., Sanchis, V., Ramos, A., 2018. A review of the mycotoxin adsorbing agents, with an emphasis on their multi-binding capacity, for animal feed decontamination. Food and chemical toxicology 114, 246-259.
Voss, K.A., Riley, R.T., 2013. Fumonisin toxicity and mechanism of action: Overview and current perspectives. Food Safety 1, 2013006-2013006.
Wang, X., Liu, Q., Ihsan, A., Huang, L., Dai, M., Hao, H., Cheng, G., Liu, Z., Wang, Y., Yuan, Z., 2012. JAK/STAT pathway plays a critical role in the proinflammatory gene expression and apoptosis of RAW264. 7 cells induced by trichothecenes as DON and T-2 toxin. Toxicological Sciences 127, 412-424.
Wang, X., Wu, Q., Wan, D., Liu, Q., Chen, D., Liu, Z., Martínez-Larrañaga, M.R., Martínez, M.A., Anadón, A., Yuan, Z., 2016. Fumonisins: Oxidative stress-mediated toxicity and metabolism in vivo and in vitro. Archives of toxicology 90, 81-101.
Woźny, M., Dobosz, S., Hliwa, P., Gomułka, P., Król, J., Obremski, K., Blahova, J., Svobodova, Z., Michalik, O., Ocalewicz, K., 2020. Feed-borne exposure to zearalenone impairs reproduction of rainbow trout. Aquaculture 528, 735522.
Woźny, M., Obremski, K., Hliwa, P., Gomułka, P., Różyński, R., Wojtacha, P., Florczyk, M., Segner, H., Brzuzan, P., 2019. Feed contamination with zearalenone promotes growth but affects the immune system of rainbow trout. Fish & shellfish immunology 84, 680-694.
Woźny, M., Obremski, K., Jakimiuk, E., Gusiatin, M., Brzuzan, P., 2013. Zearalenone contamination in rainbow trout farms in north-eastern Poland. Aquaculture 416, 209-211.
Wu, J., Tu, D., Yuan, L.-Y., Yi, J.-e., Tian, Y., 2015. T-2 toxin regulates steroid hormone secretion of rat ovarian granulosa cells through cAMP-PKA pathway. Toxicology letters 232, 573-579.
Yang, G., Wang, Y., Wang, T., Wang, D., Weng, H., Wang, Q., Chen, C., 2021. Variations of enzymatic activity and gene expression in zebrafish (Danio rerio) embryos co-exposed to zearalenone and fumonisin B1. Ecotoxicology and Environmental Safety 222, 112533.
Yang, S., Wang, Y., Beier, R.C., Zhang, H., Ruyck, K.D., Sun, F., Cao, X., Shen, J., Zhang, S., Wang, Z., 2015. Simultaneous determination of type A and B trichothecenes and their main metabolites in food animal tissues by ultraperformance liquid chromatography coupled with triple-quadrupole mass spectrometry. Journal of agricultural and food chemistry 63, 8592-8600.
Zahran, E., Elbahnaswy, S., Mamdouh, A.Z., El‐Matbouli, M., 2021. Xenosteroids in aquaculture with special consideration to Lake Manzala (Northern delta lake, Egypt): Types, sources and mechanism of action. Aquaculture Research 52, 5962-5977.
Zahran, E., Manning, B., Seo, J.-K., Noga, E.J., 2016. The effect of Ochratoxin A on antimicrobial polypeptide expression and resistance to water mold infection in channel catfish (Ictalurus punctatus). Fish & Shellfish Immunology 57, 60-67.
Zahran, E., Risha, E., Hamed, M., Ibrahim, T., Palić, D., 2020. Dietary mycotoxicosis prevention with modified zeolite (Clinoptilolite) feed additive in Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Aquaculture 515, 734562.
Zhang, H.-Y., Wang, Y.-L., Zhou, X.-Q., Jiang, W.-D., Wu, P., Liu, Y., Zhang, L., Mi, H.-F., Jiang, J., Kuang, S.-Y., 2021. Zearalenone induces immuno- compromised status via TOR/NF/κB pathway and aggravates the spread of Aeromonas hydrophila to grass carp gut (Ctenopharyngodon idella). Ecotoxicology and Environmental Safety 225, 112786.
Prevención de micotoxicosis